معلومة

أي جزء من الجينوم تقع التسلسلات التطورية للتكون الجنيني؟

أي جزء من الجينوم تقع التسلسلات التطورية للتكون الجنيني؟


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

أي جزء أو أجزاء من الجينوم هي التسلسلات الموجودة. هل تنتشر عبر الكروموسومات؟ إذا كان الأمر كذلك ، فكيف يتم الوصول إليها بالتتابع بدقة أثناء عملية التكون؟


هذا سؤال عام جدا. "التسلسلات التنموية" هي مجرد جينات مثل أي جينات أخرى. مثل كل الجينات يتم توزيعها بشكل شبه عشوائي من خلال الجينوم. في حين أن هناك مناطق غنية بالجينات والفقيرة في الجينات في الجينوم ، مع بعض الاستثناءات - لا سيما الجينات المثلية - ، لا يتم تجميع الجينات حسب الوظيفة.

فيما يتعلق بكيفية الوصول إليها بالتتابع ، هذا سؤال ضخم ولكنه ليس خاصًا بالتكوين الجنيني. ستحتاج الجينات دائمًا إلى التشغيل / إيقاف التشغيل في أوقات محددة واستجابة لمحفزات معينة. هذا واضح بشكل خاص أثناء التطوير ولكنه لا يقتصر عليه.

الطريقة الأساسية لحدوث ذلك هي من خلال حلقات التغذية الراجعة والتحكم. ينشط الجين A نسخ الجين B الذي ينشط الجين C الذي يقوم بعد ذلك بإلغاء تنشيط A. إذا تمكنت من تشغيل A ، فسيتبع ذلك الباقي. إحدى الطرق التي يمكن أن يحدث بها ذلك في تطوير الأجنة هي من خلال mRNA الأم. هذه هي جزيئات mRNA الموجودة في البويضة المخصبة والتي تبدأ في الترجمة. هذا يعطينا نقطة بداية لتنشيط الجين A ، والذي بدوره يقوم بتشغيل B وما إلى ذلك.

هذه الإجابة هي تبسيط كبير ولكن الإجابة الكاملة يمكن أن تستغرق زوجين (أو 40) من مشاريع الدكتوراه.


Terdon محق في المال عندما يتعلق الأمر بكيفية إجراء التنسيق ، وأنا أعرف طالبًا واحدًا على الأقل يعمل على هذا من أجل أطروحتها. ومع ذلك ، للإجابة على سؤالك الآخر مباشرة ، كان هناك مراجعة رائعة في عام 2010 ، والتي تم تدريسها في فصل علم الوراثة الخاص بي في ذلك العام.

من المهم أن نلاحظ أننا ما زلنا لا نعرف جميع الجينات التي تشارك في اليقين الهادف. علاوة على ذلك ، سيكون من الصعب للغاية تمويل وتنفيذ أعمال Hong et al في الولايات المتحدة.

إذا قرأت المقال ، ستلاحظ أن العديد من الجينات المتورطة هي جينات نشطة طوال الحياة على مستويات مختلفة. يعطي الشكل 4 مثالاً جيدًا على كيفية انتشار المعلومات.

لاحظ أن الفئات الثلاث للجينات التي استخدموها كانت مختلفة تمامًا: الجينات الخاصة بالخلايا الجذعية والعضلات والدهون والأنسجة الضامة ، مصطلح GO المُخصب بشكل كبير

لذلك عندما تفكر في مدى تنوع الجينات ، سيكون من الأكثر غرابة أن تتجمع معًا. مرة أخرى ، ربما لا تكون عشوائية حقًا ، لكن لا يبدو أن لها نمطًا.

لنقتبس أخذهم إلى المنزل:

علاوة على ذلك ، من خلال المقارنة مع البيانات المنشورة ، حددنا ثلاث مجموعات من جينات الأم مع ملفات تعريف تنظيمية مميزة خلال الأسبوع 4-9 من التطور ، والتي وفرت أساسًا جزيئيًا للأحداث التنموية المتميزة تشريحيًا التي تحدث بين التطور الجنيني المبكر وتكوين الأعضاء وتكوين الأنسجة اللاحق.

والأهم من ذلك ، كشف التنميط التنموي المفصل على مستوى الجينوم لأنماط التعبير الجيني أن الجينات المشاركة في العمليات البيولوجية نفسها غالبًا ما يتم تنظيمها بالتنسيق. قادتنا هذه النتيجة إلى افتراض أن أنماط التعبير الجيني ، إذا عُرفت بتفاصيل كافية كما في الدراسة الحالية ، يمكن استخدامها للتنبؤ بدور الجين في عملية النمو.

Hong Yi و Lu Xue و Ming-Xiong Guo وآخرون. FASEB J. 2010 سبتمبر ؛ 24 (9): 3341-3350. دوى: 10.1096 / fj.10-158782 PMCID: PMC2923361


الملخص

يمثل التطور الجنيني مرحلة إنجابية مهمة لأنواع النباتات التي تتكاثر عن طريق الاتصال الجنسي. يؤدي اندماج البويضة والحيوانات المنوية إلى إنتاج البيضة الملقحة للنبات ، وهي خلية مكتملة القدرة ، من خلال انقسام الخلية وتحديد هوية الخلية في مرحلة التطور الجنيني المبكرة ، تنشئ سلالات وأنسجة الخلية الرئيسية للنبات البالغ. تنتج مرحلة التشكل اللاحقة جنينًا بالحجم الكامل ، بينما تقوم عملية النضج الجنيني المتأخرة بإعداد البذور للسكون والإنبات اللاحق ، مما يضمن استمرار دورة حياة النبات. في هذه المراجعة حول التطور الجنيني ، قارنا نموذج eudicot نبات الأرابيدوبسيس thaliana مع المحاصيل أحادية النواة ، مع التركيز على تنشيط الجينوم ، والتنظيم الأبوي والأمومي للتطور المبكر للزيجوت ، والمنظمين الرئيسيين للنمط ، مثل عوامل النسخ auxin و WOX. في حين أن المراحل المبكرة من تطور الجنين يتم حفظها على ما يبدو بين الأنواع النباتية ، فقد تنوعت برامج نضج الأجنة بين eudicots و monocots. يعكس هذا التنوع في أنواع المحاصيل التأثيرات المحتملة للتدجين على سمات جودة البذور التي يتم تحديدها أثناء نضوج الجنين ، كما يضمن إنبات البذور في ظروف بيئية مختلفة. تصف هذه المراجعة أهم سمات التطور الجنيني في النباتات ، ونطاق وتطبيقات الجينوميات في دراسات أجنة النبات.


ما هو C. ايليجانس؟

مقدمة لأولئك غير المألوفين مع "الديدان".

C. ايليجانس هي دودة خيطية - عضو في فصيلة النيماتودا:

تشمل الديدان المستديرة والديدان الخيطية ، وهي مجموعة من الديدان ذات البشرة الناعمة غير المصنّعة ذات شكل الجسم الأسطواني الطويل المدبب عند النهايات ، أشكالًا تعيش بحرية وطفيلية على حد سواء. (المعجم الصحفي الأكاديمي للعلوم والتكنولوجيا)

C. ايليجانس هو كائن حي غير خطير وغير معدي وغير ممرض وغير طفيلي. إنه صغير ، يصل طوله إلى حوالي 1 مم ، ويعيش في التربة - وخاصة النباتات المتعفنة - في أجزاء كثيرة من العالم ، حيث يعيش عن طريق التغذية على الميكروبات مثل البكتيريا. ليس له أهمية اقتصادية للإنسان.

لماذا الدراسة C. ايليجانس?

في جميع أنحاء العالم ، يعمل آلاف العلماء بدوام كامل في دراسة بيولوجيا C. ايليجانس. بين أكتوبر 1994 ويناير 1995 ، ظهرت 73 مقالة علمية حول هذا المخلوق في المجلات العلمية الدولية. حاليًا ، يتعاون اتحاد دولي من المعامل في مشروع لتسلسل 100.000.000 قاعدة كاملة من الحمض النووي لـ C. ايليجانس الجينوم. لماذا نستثمر الكثير من الجهد في دراسة مثل هذا الكائن غير المهم؟

C. ايليجانس هو كائن بدائي موجود والذي يشترك مع ذلك في العديد من الخصائص البيولوجية الأساسية التي تعتبر مشاكل مركزية في علم الأحياء البشري. يتم تصور الدودة على أنها خلية مفردة تخضع لعملية تطوير معقدة ، بدءًا من الانقسام الجنيني ، مروراً بالتشكل والنمو إلى البالغين. لديه جهاز عصبي مع "دماغ" (الحلقة العصبية الحلقية البلعومية). إنه يعرض السلوك وحتى قادر على التعلم البدائي. ينتج الحيوانات المنوية والبويضات والزملاء والتكاثر. بعد التكاثر يتقدم تدريجيا ، يفقد قوته ويموت في النهاية. التطور الجنيني ، والتكوين ، والتطور ، ووظيفة الأعصاب ، والسلوك والشيخوخة ، وكيف يتم تحديدها بواسطة الجينات: تشمل القائمة معظم الألغاز الأساسية في علم الأحياء الحديث. (يجب علينا ، للأسف ، أن نفترض أن أعظم لغز بيولوجي على الإطلاق ، الوعي ، غائب C. ايليجانس- على الرغم من أن هذا لم يتم توضيحه بعد!) C. ايليجانس تُظهر هذه الظواهر ، ومع ذلك يبلغ طولها 1 مم فقط ويمكن التعامل معها ككائنات حية دقيقة - وعادة ما تزرع على ألواح بتري مزروعة بالبكتيريا. يمكن رؤية 959 خلية جسدية من جسمها الشفاف بواسطة المجهر ، ويبلغ متوسط ​​عمرها الافتراضي 2-3 أسابيع فقط. هكذا C. ايليجانس يوفر للباحث الحل الوسط المثالي بين التعقيد وقابلية التتبع.

كيف ال C. ايليجانس بدأ المشروع من قبل عالم الأحياء الجنوب أفريقي سيدني برينر ويمكن العثور عليه من خلال الرابط المصاحب.

رسم بيولوجي مصغر لـ C. ايليجانس

C. ايليجانس هي نيماتودا تعيش بحرية. هناك نوعان من الجنس: خنثى ذاتية الإخصاب والذكر. يتكون البالغ بشكل أساسي من أنبوب ، بشرة خارجية ، تحتوي على أنبوبين أصغر ، البلعوم والأمعاء ، والجهاز التناسلي. يمتص الجهاز التناسلي معظم حجم الحيوان. من بين 959 خلية جسدية من الخنثى ، هناك 300 خلية عصبية. تشتمل الهياكل العصبية على مجموعة من أعضاء الإحساس في الرأس والتي تتوسط الاستجابات للتذوق والشم ودرجة الحرارة واللمس - وعلى الرغم من C. ايليجانس ليس له عيون ، يمكنه الاستجابة قليلاً للضوء. من بين الهياكل العصبية الأخرى حلقة عصبية أمامية بحبل عصبي بطني يمتد إلى أسفل الجسم. (يوجد أيضًا حبل عصبي ظهر أصغر.) هناك 81 خلية عضلية. C. ايليجانس يتحرك عن طريق أربعة عصابات طولية من العضلات المقترنة تحت الظهرية وتحت البطنية. يولِّد الثني والاسترخاء البديل موجات ظهرية بطنية على طول الجسم ، تدفع الحيوان على طوله. يتم ترميز تطوير ووظيفة هذا الكائن ثنائي الصبغة بواسطة ما يقدر بـ 17800 جينًا متميزًا.


تمت دراسة المراحل الأولى من التطور الجنيني

لأول مرة ، وضع علماء من كلية الأحياء بجامعة لومونوسوف موسكو الحكومية بالتعاون مع زملائهم من النمسا والولايات المتحدة الأمريكية خرائط تفصيلية لتنظيم الجينوم ثلاثي الأبعاد في الخلايا الفردية ودرسوا خصائص التنظيم ثلاثي الأبعاد. من جينومات الأم والأب في ملقحات الفأر. تم نشر النتائج التي تم الحصول عليها في طبيعة سجية مجلة.

أثبت فريق البحث الدولي ، بما في ذلك علماء الأحياء من جامعة لومونوسوف موسكو الحكومية ، نموذجًا مقترحًا سابقًا ، بحجة أن تغليف ليفي الكروماتين يمكن أن يختلف اختلافًا كبيرًا في الخلايا الفردية. أصبح تحقيق هذه النتائج ممكنًا بسبب تطوير نهج تجريبي جديد لدراسة تنظيم الجينوم ثلاثي الأبعاد في نوى الخلايا الفردية.

يتم تجميع جزيئات الحمض النووي في نوى الخلية في هياكل خاصة ، الكروموسومات ، والتي يمكن فهمها على أنها تشابكات معقدة ولكنها ليست متشابكة عشوائياً من الحمض النووي الجيني المرتبط بالبروتينات والحمض النووي الريبي. طور علماء الأحياء تقنية جديدة ، سمحت لهم بدراسة كيف يتم تعبئة مركب بروتين الحمض النووي هذا المسمى الكروماتين بنواة خلية حية. هذه التقنية هي نسخة متقدمة من النهج الكلاسيكي لدراسات تنظيم الجينوم ثلاثي الأبعاد ، يسمى Hi-C (التقاط التشكل الكروموسوم عالي الإنتاجية).

أوضح سيرجي أوليانوف ، أحد أعضاء فريق البحث: "لنأخذ ثلاث أجزاء عشوائية من الحمض النووي: أ ، ب ، ج. الأولين ، كونهما جيران ، يقعان واحدًا تلو الآخر في الجينوم ، والثالث - دعنا نقول - يقع على مسافة عدة ملايين من الأزواج الأساسية من الاثنين السابقين. ومع ذلك ، يمكن تعبئة الكروموسوم بطريقة تجعل الجزء C قريبًا في الفضاء من A أو B. أجزاء الحمض النووي ولكن في نفس الوقت للجينوم بأكمله) واستخدام هذه المعلومات لبناء خرائط لتنظيم الكروماتين ثلاثي الأبعاد في خلية حية. هذه هي الطريقة التي تعمل بها طريقة Hi-C. "

تتطلب طريقة Hi-C القياسية عدة مئات الآلاف وحتى ملايين الخلايا من أجل إجراء تجربة واحدة. ومع ذلك ، تسمح التقنية الجديدة للبحوث بالعمل مع خلية واحدة ورسم خريطة فردية لتنظيم الكروموسوم ثلاثي الأبعاد. الحداثة الرئيسية لهذه التقنية هي اختيار نواة واحدة في المرحلة النهائية من تجربة Hi-C مع تضخيم الجينوم الكامل اللاحق. توفر هذه العملية إمكانية الحصول على عشرات الآلاف من نسخ الحمض النووي من نواة واحدة باستخدام إنزيم خاص.

يقول سيرجي أوليانوف: "هذه هي الخطوة الرئيسية في تجربتنا. يتيح تضخيم الجينوم الكامل إمكانية إجراء عمليات مباشرة مع جينومات الخلايا الفردية. يمكننا تسلسلها وإجراء أي معالجات أخرى ، بما في ذلك دراسات تنظيم الكروماتين ثلاثي الأبعاد في خلية واحدة . إن ما يسمى بتقنيات الخلية الواحدة ، أي دراسات الخلايا المفردة والتلاعب بها ، تنتمي الآن إلى مجال سريع التطور في البيولوجيا الجزيئية. "

سمحت هذه الطريقة الجديدة للعلماء بدراسة نوى الأم والأب بشكل منفصل من ملقحات الفئران وفحص كيف يختلف التنظيم ثلاثي الأبعاد لجينوم الأم عن نفس جينوم الأب.

يعلق إيليا فلاامير ، المؤلف الأول للمقال ، قائلاً: "لقد أجرينا تحليلًا لتنظيم الجينوم ثلاثي الأبعاد في الفئران الملقحة. واتضح أن كلا من نوى الأم والأب تتعايشان في خلية واحدة ، في الزيجوت ، وتختلفان اختلافًا كبيرًا في طريقة تغليف الجينوم. في النواة الأب ، المكونة من نواة الحيوانات المنوية ، يتم فصل الأجزاء النشطة من الجينوم في الفضاء عن الأجزاء غير النشطة. والمثير للدهشة أننا لا نرى ذلك في نواة الأم. لذا ، فإن نواة الأم هي النوع الأول من نوى الثدييات حيث لا يتم فصل أجزاء الكروماتين النشطة والمضغوطة مكانيًا عن بعضها البعض ".

وبالتالي ، فإن الطريقة الجديدة تسمح للمرء بدراسة المراحل الأولى من التطور الجنيني - مباشرة بعد الإخصاب.

يضيف Ilya Flyamer: "Zygote هي خلية مكتملة القدرة ، تؤدي إلى ظهور أي نوع من الخلايا في الكائن الحي. لهذا السبب يمكن أن تساعد النتائج التي تم الحصول عليها على الأرجح في فهم طبيعة توتُب القوة وإتاحة الفرصة لمقاربة إعادة برمجة أكثر اكتمالاً للخلايا الجسدية ، مما هو ممكن عن طريق إنشاء خلايا جذعية مستحثة متعددة القدرات ".

يعد تنظيم الكروماتين ثلاثي الأبعاد أداة تنظيمية مهمة ، تستخدمها الخلية للتحكم في التعبير الجيني. هناك المزيد والمزيد من التقارير في الأدبيات العلمية التي تكشف عن وجود علاقة بين عبوات الحمض النووي غير الطبيعية في نواة الخلية وتطور الأمراض البشرية المختلفة ، بما في ذلك بعض أنواع السرطان. في المستقبل ، ستسمح تقنية Hi-C أحادية الخلية للعلماء بدراسة مجموعات سكانية فرعية معينة من الخلايا السرطانية ، بما في ذلك الخلايا النادرة. علاوة على ذلك ، من المحتمل أن تقربنا من فهم آليات ظهور الأورام الخبيثة.

تم تنفيذ المشروع بالتعاون مع معهد بيولوجيا الجينات التابع للأكاديمية الروسية للعلوم وزملاء من النمسا والولايات المتحدة الأمريكية.

تنصل: AAAS و EurekAlert! ليست مسؤولة عن دقة النشرات الإخبارية المرسلة إلى EurekAlert! من خلال المؤسسات المساهمة أو لاستخدام أي معلومات من خلال نظام EurekAlert.


ماذا يمكن أن يخبرنا النسخ؟

يعكس تسلسل الحمض النووي الريبي تسلسل الحمض النووي الذي نُسخ منه. وبالتالي ، من خلال تحليل المجموعة الكاملة لتسلسلات الحمض النووي الريبي في الخلية (الترنسكريبتوم) ، يمكن للباحثين تحديد متى وأين يتم تشغيل أو إيقاف تشغيل كل جين في خلايا وأنسجة الكائن الحي.

اعتمادًا على التقنية المستخدمة ، غالبًا ما يكون من الممكن حساب عدد النسخ لتحديد مقدار نشاط الجين - يسمى أيضًا التعبير الجيني - في خلية أو نوع معين من الأنسجة.

في البشر والكائنات الحية الأخرى ، تحتوي كل خلية تقريبًا على نفس الجينات ، لكن الخلايا المختلفة تظهر أنماطًا مختلفة من التعبير الجيني. هذه الاختلافات مسؤولة عن العديد من الخصائص والسلوكيات المختلفة للخلايا والأنسجة ، سواء في الصحة أو المرض.

من خلال جمع ومقارنة النسخ النصية لأنواع مختلفة من الخلايا ، يمكن للباحثين اكتساب فهم أعمق لما يشكل نوعًا معينًا من الخلايا ، وكيف يعمل هذا النوع من الخلايا بشكل طبيعي ، وكيف يمكن للتغيرات في المستوى الطبيعي للنشاط الجيني أن تعكس المرض أو تساهم فيه. بالإضافة إلى ذلك ، قد تُمكِّن الترانسكريبتومات الباحثين من تكوين صورة شاملة على مستوى الجينوم للجينات النشطة في أي خلايا.

يعكس تسلسل الحمض النووي الريبي تسلسل الحمض النووي الذي نُسخ منه. وبالتالي ، من خلال تحليل المجموعة الكاملة لتسلسلات الحمض النووي الريبي في الخلية (الترنسكريبتوم) ، يمكن للباحثين تحديد متى وأين يتم تشغيل أو إيقاف تشغيل كل جين في خلايا وأنسجة الكائن الحي.

اعتمادًا على التقنية المستخدمة ، غالبًا ما يكون من الممكن حساب عدد النسخ لتحديد مقدار نشاط الجين - يسمى أيضًا التعبير الجيني - في خلية أو نوع معين من الأنسجة.

في البشر والكائنات الحية الأخرى ، تحتوي كل خلية تقريبًا على نفس الجينات ، لكن الخلايا المختلفة تظهر أنماطًا مختلفة من التعبير الجيني. هذه الاختلافات مسؤولة عن العديد من الخصائص والسلوكيات المختلفة للخلايا والأنسجة ، سواء في الصحة أو المرض.

من خلال جمع ومقارنة النسخ النصية لأنواع مختلفة من الخلايا ، يمكن للباحثين اكتساب فهم أعمق لما يشكل نوعًا معينًا من الخلايا ، وكيف يعمل هذا النوع من الخلايا بشكل طبيعي ، وكيف يمكن للتغيرات في المستوى الطبيعي للنشاط الجيني أن تعكس المرض أو تساهم فيه. بالإضافة إلى ذلك ، قد تُمكِّن الترانسكريبتومات الباحثين من تكوين صورة شاملة على مستوى الجينوم لماهية الجينات النشطة في أي خلايا.


محتويات

منتجات جينات Hox هي بروتينات Hox. بروتينات Hox هي مجموعة فرعية من عوامل النسخ ، وهي بروتينات قادرة على الارتباط بتسلسلات نيوكليوتيد معينة على الحمض النووي تسمى المحسنات التي تقوم من خلالها إما بتنشيط أو قمع مئات الجينات الأخرى. يمكن لبروتين Hox نفسه أن يعمل كمثبط لجين واحد ومنشط في جين آخر. يتم منح قدرة بروتينات Hox على ربط الحمض النووي بواسطة جزء من البروتين يشار إليه باسم المجال الداخلي. النطاق الداخلي هو مجال ربط الحمض النووي بطول 60 حمض أميني (مشفر بواسطة تسلسل الحمض النووي المقابل المكون من 180 زوجًا ، الصندوق المثلي). يتم طي تسلسل الأحماض الأمينية هذا إلى شكل "حلزون الدوران الحلزوني" (أي طي المجال المنزلي) الذي يتم تثبيته بواسطة حلزون ثالث. يتم عرض سلسلة الإجماع متعدد الببتيد أدناه:. [8] غالبًا ما تعمل بروتينات Hox بالاشتراك مع عوامل مشتركة ، مثل بروتينات PBC و Meis المشفرة بأنواع مختلفة جدًا من جين homobox. [9]

تم العثور على جينات Homeobox ، وبالتالي عزر البروتين الرئيسي ، في معظم حقيقيات النوى. نشأت جينات Hox ، باعتبارها مجموعة فرعية من جينات homobox ، مؤخرًا في التطور داخل المملكة الحيوانية أو Metazoa. داخل المملكة الحيوانية ، توجد جينات Hox عبر bilateria [10] (حيوانات ذات محور واضح من الرأس إلى الذيل) ، وقد تم العثور عليها أيضًا في Cnidaria مثل شقائق النعمان البحرية. [11] هذا يعني أن جينات Hox نشأت منذ أكثر من 550 مليون سنة. في الحالات الثنائية ، غالبًا ما يتم ترتيب جينات Hox في مجموعات جينية ، على الرغم من وجود العديد من الاستثناءات حيث تم فصل الجينات عن طريق إعادة ترتيب الكروموسومات. [12] مقارنة تسلسلات المجال بين بروتينات Hox غالبًا ما تكشف عن تشابه أكبر بين الأنواع مقارنةً بالأنواع ، أدت هذه الملاحظة إلى استنتاج مفاده أن مجموعات جينات Hox تطورت مبكرًا في تطور الحيوان من جين Hox واحد عبر الازدواج الترادفي والتباعد اللاحق ، وأن هذا نموذج أولي كانت مجموعة الجينات Hox التي تحتوي على ما لا يقل عن سبعة جينات مختلفة من Hox موجودة في السلف المشترك لجميع الحيوانات ثنائية الفصيلة. [10] [13]

في معظم الحيوانات ثنائية الفصيلة ، يتم التعبير عن جينات Hox في مجالات متداخلة على طول محور الجنين من الرأس إلى الذيل ، مما يشير إلى أن دورها في تحديد الموقع هو سمة مشتركة قديمة. [14] يمكن إثبات الحفظ الوظيفي لبروتينات Hox من خلال حقيقة أن الذبابة يمكن أن تعمل بدرجة كبيرة مع وجود بروتين Hox بدلاً من بروتين Hox الخاص بها. [15] لذلك ، على الرغم من وجود سلف مشترك آخر عاش منذ أكثر من 550 مليون سنة ، [16] نسخة الدجاج والذباب من نفس جين Hox متشابهة بما يكفي لاستهداف نفس الجينات في الذباب.

ذبابة الفاكهة سوداء البطن هو نموذج مهم لفهم إنشاء خطة الجسم وتطورها. ستطبق المبادئ العامة لوظيفة جين Hox والمنطق الموضح في الذباب على جميع الكائنات ثنائية الأطراف ، بما في ذلك البشر. ذبابة الفاكهة، مثل جميع الحشرات ، لديها ثمانية جينات Hox. يتم تجميعها في مجمعين ، كلاهما موجود في الكروموسوم 3. مجمع Antennapedia (يجب عدم الخلط بينه وبين النملة الجين) يتكون من خمسة جينات: شفوي (مختبر) ، بروبوسكيبيديا (pb) مشوهة (دفد) ، أمشاط الجنس مخفضة (سكر) و Antennapedia (النملة). يتكون مجمع Bithorax ، الذي سمي على اسم جين Ultrabithorax ، من الجينات الثلاثة المتبقية: Ultrabithorax (Ubx) ، البطن- A (عبد أ) والبطن- B (عبد ب).

تحرير شفوي

ال مختبر الجين هو الجين الأكثر تعبيرًا من الأمام. يتم التعبير عنه في الرأس ، بشكل أساسي في المقطع المقسم (جزء لا ملحق بين الهوائي والفك السفلي) ، وكذلك في المعي المتوسط. فقدان وظيفة مختبر يؤدي إلى فشل ذبابة الفاكهة الجنين لاستيعاب هياكل الفم والرأس التي تتطور في البداية على السطح الخارجي لجسمه (عملية تسمى ارتداد الرأس). يؤدي فشل ارتداد الرأس إلى تعطيل أو حذف الغدد اللعابية والبلعوم. ال مختبر تم تسمية الجين في البداية بهذا الاسم لأنه عطّل الزائدة الشفوية ، ومع ذلك ، لا يتم التعبير عن جين المختبر في المقطع الشفوي ، ومن المحتمل أن يكون النمط الظاهري للملحق الشفوي نتيجة لعدم التنظيم الواسع الناتج عن فشل ارتداد الرأس. [17]

تحرير Proboscipedia

ال pb الجين المسؤول عن تكوين الملامس الشفوية والفكية. تظهر بعض الأدلة pb يتفاعل مع سكر. [18]

تحرير مشوه

ال دفد الجين المسؤول عن تكوين الجزء العلوي والفك السفلي في رأس اليرقات. [19] الطافرة المظهرية دفد تشبه تلك الشفوية. فقدان وظيفة دفد في الجنين يؤدي إلى فشل في ارتداد الرأس (انظر الجين الشفوي) ، مع فقدان هياكل رأس اليرقات. تحتوي الطفرات عند البالغين إما على حذف أجزاء من الرأس أو تحولات في الرأس إلى هوية صدرية. [17]

أمشاط الجنس مخفضة تحرير

ال سكر الجين المسؤول عن التطور الرأسي والصدري في ذبابة الفاكهة الجنين والكبار. [20]

تحرير Antennapedia

يطور الجزء الصدري الثاني ، أو T2 ، زوج من الأرجل وزوج من الأجنحة. ال النملة يحدد الجين هذه الهوية من خلال تعزيز تكوين الساق والسماح (ولكن ليس تنشيطًا مباشرًا) بتشكيل الجناح. مهيمن النملة الطفرة الناجمة عن انقلاب الكروموسومات الأسباب النملة ليتم التعبير عنها في القرص الوهمي الهوائي ، بحيث ، بدلاً من تشكيل هوائي ، يصنع القرص ساقًا ، مما يؤدي إلى خروج ساق من رأس الذبابة. [ بحاجة لمصدر ]

تحرير Ultrabithorax

الجزء الصدري الثالث ، أو T3 ، يحمل زوجًا من الأرجل وزوجًا من الرسن (أجنحة منخفضة للغاية تعمل في تحقيق التوازن أثناء الطيران). Ubx أنماط T3 إلى حد كبير عن طريق قمع الجينات المشاركة في تكوين الجناح. يتكون نصل الجناح من طبقتين من الخلايا تلتصق ببعضها البعض بإحكام ، ويتم تزويدها بالعناصر الغذائية من عدة عروق الجناح. واحد من العديد من الجينات Ubx الكبت عبارة عن تقرحات ، والتي تنشط البروتينات المشاركة في التصاق الخلية الخلوية ، والسبالت ، الذي ينميط موضع عروق الجناح. في Ubx طفرات فقدان الوظيفة ، Ubx لم يعد يقمع جينات الجناح ، وتطور الرسن كزوج ثان من الأجنحة ، مما أدى إلى الذباب الشهير بأربعة أجنحة. متي Ubx يتم التعبير عنه بشكل خاطئ في الجزء الصدري الثاني ، كما يحدث في الذباب مع طفرة مُحسِنة لـ "Cbx" ، فإنه يقمع جينات الجناح ، وتتطور الأجنحة على شكل رسن ، مما يؤدي إلى ذبابة رباعية الرسن. [ بحاجة لمصدر ]

البطن- A تحرير

في ذبابة الفاكهة, عبد أ يتم التعبير عنه على طول معظم البطن ، من أجزاء البطن 1 (A1) إلى A8. التعبير عن عبد أ ضروري لتحديد هوية معظم أجزاء البطن. وظيفة رئيسية ل عبد أ في الحشرات لقمع تكوين الأطراف. في عبد أ متحولات فقدان الوظيفة ، الأجزاء البطنية من A2 إلى A8 تتحول إلى هوية أقرب إلى A1. متي عبد أ يتم التعبير عنها خارج الرحم في جميع أنحاء الجنين ، ويتم تحويل جميع الأجزاء الأمامية من A4 إلى هوية بطنية تشبه A4. [17] إن عبد أ الجين يؤثر أيضًا على نمط تكوين بشرة في الأديم الظاهر ، ونمط تكوين العضلات في الأديم المتوسط. [18]

تحرير البطن- B

الجين عبد ب يتم نسخها في شكلين مختلفين ، بروتين تنظيمي ، وبروتين مُشكل. تنظيمية عبد ب قمع هياكل البشرة البطنية الجنينية في الجزأين الثامن والتاسع من ذبابة الفاكهة البطن. يشارك كل من البروتين التنظيمي والبروتين المكوّن في تطوير جزء الذيل. [18]

يُفترض أيضًا عمومًا أن البروتينات ذات درجة عالية من تشابه التسلسل تظهر درجة عالية من التشابه الوظيفي ، أي يُفترض أن بروتينات Hox ذات النطاقات المتماثلة لها خصائص ربط الحمض النووي المتطابقة (ما لم يكن معروفًا أن التسلسلات الإضافية تؤثر على ربط الحمض النووي). لتحديد مجموعة البروتينات بين نوعين مختلفين من المرجح أن تكون أكثر تشابهًا في الوظيفة ، يتم استخدام مخططات التصنيف. بالنسبة لبروتينات Hox ، توجد ثلاثة مخططات تصنيف مختلفة: الاستدلال الوراثي القائم على الاستدلال ، والقائم على التركيب ، والتشابه القائم على التسلسل. [21] توفر مخططات التصنيف الثلاثة معلومات متضاربة لبروتينات Hox المعبر عنها في منتصف محور الجسم (Hox6-8 و Antp ، Ubx و عبد أ). استخدم النهج المشترك المعلومات المستندة إلى الاستدلال النشئي للأنواع المختلفة ورسم أنواع تسلسل البروتين على شجرة النشوء والتطور للأنواع. حدد النهج البروتينات التي تمثل أفضل أشكال الأجداد (Hox7 و النملة) والبروتينات التي تمثل نسخًا جديدة ومشتقة (أو فقدت في أحد الأسلاف وهي مفقودة الآن في العديد من الأنواع). [22]

تعمل جينات Hox على مستويات عديدة ضمن التسلسل الهرمي للجينات التنموية: على المستوى "التنفيذي" تنظم الجينات التي بدورها تنظم شبكات كبيرة من الجينات الأخرى (مثل مسار الجين الذي يشكل ملحقًا). كما أنها تنظم بشكل مباشر ما يسمى جينات المحقق أو جينات المستجيب التي تعمل في أسفل هذه التسلسلات الهرمية لتشكيل الأنسجة والهياكل والأعضاء في كل جزء في نهاية المطاف. يتضمن التقسيم عمليات مثل التشكل (تمايز الخلايا السليفة إلى خلاياها المتخصصة الطرفية) ، والارتباط الوثيق لمجموعات الخلايا ذات المصائر المماثلة ، ونحت الهياكل وحدود القطع عن طريق موت الخلية المبرمج ، وحركة الخلايا من حيث توجد ولدت لأول مرة حيث ستعمل في نهاية المطاف ، لذلك ليس من المستغرب أن الجينات المستهدفة لجينات Hox تعزز انقسام الخلايا ، التصاق الخلايا ، موت الخلايا المبرمج ، وهجرة الخلايا. [5]

مطلوب من أجل التشكل الحشوي الطبيعي

الحدود بين الفك العلوي والفك السفلي للرأس

الطرف البعيد الذي سيشكل عظام الأصابع والرسغ والرسغ

حيدات (خلايا الدم البيضاء) ، مع توقف دورة الخلية

يحتوي تسلسل الحمض النووي المرتبط ببروتين المجال الداخلي على تسلسل النوكليوتيدات TAAT ، مع كون الطرف T 5 هو الأكثر أهمية للربط. [27] يتم حفظ هذا التسلسل في جميع المواقع تقريبًا التي تم التعرف عليها من قبل النطاقات المثلية ، وربما يميز مواقع مثل مواقع ربط الحمض النووي. تُستخدم الأزواج الأساسية التي تتبع هذا التسلسل الأولي للتمييز بين بروتينات المجال المثلي ، وكلها لها مواقع تمييز متشابهة. على سبيل المثال ، يتم التعرف على النيوكليوتيد الذي يتبع تسلسل TAAT بواسطة الحمض الأميني في الموضع 9 من بروتين المجال الداخلي. في بروتين الأم Bicoid ، يحتل هذا الموقف ليسين ، الذي يتعرف على النوكليوتيدات الجوانين ويرتبط بها. في Antennapedia ، يشغل الجلوتامين هذا المنصب ، والذي يتعرف على الأدينين ويرتبط به. إذا تم استبدال اللايسين الموجود في Bicoid بالجلوتامين ، فإن البروتين الناتج سيتعرف على مواقع مُحسِّن ربط Antennapedia. [28]

ومع ذلك ، فإن جميع عوامل النسخ التي تحتوي على نطاق منزلي ترتبط بشكل أساسي بنفس تسلسل الحمض النووي. يبلغ طول التسلسل المرتبط بالنطاق التماثل لبروتين Hox ستة نيوكليوتيدات فقط ، ويمكن العثور على مثل هذا التسلسل القصير عشوائيًا عدة مرات في جميع أنحاء الجينوم ، أكثر بكثير من عدد المواقع الوظيفية الفعلية. خاصة بالنسبة لبروتينات Hox ، التي تنتج مثل هذه التغييرات الدراماتيكية في التشكل عندما يتم التعبير عنها بشكل خاطئ ، فإن هذا يثير التساؤل حول كيف يمكن لكل عامل نسخ أن ينتج مثل هذه النتائج المحددة والمختلفة إذا ارتبطت جميعها بنفس التسلسل. تتمثل إحدى الآليات التي تقدم خصوصية أكبر لتسلسل الحمض النووي لبروتينات Hox في ربط العوامل المساعدة للبروتين. اثنان من هذه العوامل المساعدة Hox هما Extradenticle (Exd) و Homothorax (Hth). يرتبط Exd و Hth ببروتينات Hox ويبدو أنه يحث على إحداث تغييرات توافقية في بروتين Hox مما يزيد من خصوصيته. [29]

مثلما تنظم جينات Hox جينات الوراثة ، فإنها بدورها تنظم نفسها بواسطة جينات أخرى. في ذبابة الفاكهة وبعض الحشرات (ولكن ليس معظم الحيوانات) ، يتم تنظيم جينات Hox بواسطة جينات الفجوة وجينات القاعدة الزوجية ، والتي بدورها تنظمها mRNA التي توفرها الأم. ينتج عن هذا سلسلة من عوامل النسخ: تعمل العوامل الأمومية على تنشيط فجوة الجينات أو فجوة القواعد الزوجية وتنشيط جينات القاعدة الزوجية جينات Hox ، ثم أخيرًا ، تقوم جينات Hox بتنشيط جينات الواقعية التي تسبب تمايز الأجزاء في الجنين النامي. يتم تحقيق التنظيم من خلال تدرجات تركيز البروتين ، والتي تسمى الحقول المورفوجينية. على سبيل المثال ، ستؤدي التركيزات العالية من بروتين أمومي وتركيزات منخفضة من بروتينات أخرى إلى تشغيل مجموعة محددة من جينات الفجوة أو القاعدة الزوجية. في الذباب ، يتم تنشيط الشريط 2 في الجنين بواسطة بروتينات الأم Bicoid و Hunchback ، ولكن يتم كبته بواسطة بروتينات الفجوة Giant و Kruppel. وبالتالي ، سيتشكل الشريط 2 فقط في أي مكان يوجد فيه Bicoid و Hunchback ، ولكن ليس حيث يوجد Giant و Kruppel. [30]

تم إثبات أن خيوط MicroRNA الموجودة في مجموعات Hox تمنع المزيد من جينات hox الأمامية ("ظاهرة الانتشار الخلفي") ، ربما لتحسين نمط تعبيرها بشكل أفضل. [31]

ثبت أن الحمض النووي الريبي غير المشفر (ncRNA) متوفر بكثرة في مجموعات Hox. في البشر ، قد يكون هناك 231 ncRNA. أحد هذه العناصر ، HOTAIR ، يسكت في الترانس (يتم نسخه من مجموعة HOXC ويمنع جينات HOXD المتأخرة) عن طريق الارتباط ببروتينات مجموعة Polycomb (PRC2). [32]

تعتبر بنية الكروماتين ضرورية للنسخ ولكنها تتطلب أيضًا أن تخرج الكتلة من منطقة الكروموسوم. [33]

في الحيوانات الأعلى بما في ذلك البشر ، ينظم حمض الريتينويك التعبير التفاضلي لجينات Hox على طول المحور الأمامي الخلفي. [34] يتم تحفيز الجينات الموجودة في الأطراف الثلاثة من مجموعات Hox بواسطة حمض الريتينويك مما يؤدي إلى نطاقات التعبير التي تمتد أكثر في الأمام في الجسم مقارنة بـ 5 جينات Hox التي لم يتم تحفيزها بواسطة حمض الريتينويك مما يؤدي إلى مجالات التعبير التي تظل أكثر لاحقة.

أظهر PCR الكمي عدة اتجاهات فيما يتعلق بالعلاقة الخطية: النظام في حالة توازن ويعتمد العدد الإجمالي للنصوص على عدد الجينات الموجودة وفقًا لعلاقة خطية. [35]

في بعض الكائنات الحية ، وخاصة الفقاريات ، توجد جينات Hox المختلفة بالقرب من بعضها البعض على الكروموسوم في مجموعات أو عناقيد. ترتيب الجينات على الكروموسوم هو نفسه التعبير عن الجينات في الجنين النامي ، مع التعبير عن الجين الأول في الطرف الأمامي من الكائن الحي النامي. لم يتم فهم سبب هذه العلاقة الخطية بشكل كامل ، ولكن يمكن أن يكون مرتبطًا بتنشيط جينات Hox في تسلسل زمني عن طريق التفريغ التدريجي للكروماتين على طول مجموعة الجينات. يوضح الرسم البياني أعلاه العلاقة بين الجينات وتعبير البروتين في الذباب. [ بحاجة لمصدر ]

تم تسمية جينات Hox على اسم الأنماط الظاهرية المثلية التي تنتج عندما تتعطل وظيفتها ، حيث يتطور جزء واحد مع هوية الآخر (على سبيل المثال ، الأرجل حيث يجب أن تكون الهوائيات). أعطيت جينات Hox في الشعب المختلفة أسماء مختلفة ، مما أدى إلى الارتباك حول التسمية. تكملة جينات Hox في ذبابة الفاكهة يتكون من مجموعتين ، مجمع Antennapedia ومجمع Bithorax ، والتي كان يشار إليها تاريخياً باسم HOM-C (لمجمع Homeotic). على الرغم من الإشارة إلى جينات HOM-C تاريخيًا ذبابة الفاكهة المتماثلات ، بينما أشارت جينات Hox إلى متماثلات الفقاريات ، لم يعد هذا التمييز قائمًا ، ويطلق على كل من جينات HOM-C و Hox جينات Hox. [ بحاجة لمصدر ]

تحرير الفقاريات

لدى الفئران والبشر 39 جينة Hox في أربع مجموعات: [36] [37]

العنقودية كروموسوم بشري الجينات
HOXA @ كروموسوم 7 HOXA1 و HOXA2 و HOXA3 و HOXA4 و HOXA5 و HOXA6 و HOXA7 و HOXA9 و HOXA10 و HOXA11 و HOXA13
HOXB @ كروموسوم 17 HOXB1 ، HOXB2 ، HOXB3 ، HOXB4 ، HOXB5 ، HOXB6 ، HOXB7 ، HOXB8 ، HOXB9 ، HOXB13
HOXC @ كروموسوم 12 HOXC4، HOXC5، HOXC6، HOXC8، HOXC9، HOXC10، HOXC11، HOXC12، HOXC13
HOXD @ كروموسوم 2 HOXD1, HOXD3, HOXD4, HOXD8, HOXD9, HOXD10, HOXD11, HOXD12, HOXD13

The ancestors of vertebrates had a single Hox gene cluster, [38] [39] [ بحاجة لمصدر ] which was duplicated (twice) early in vertebrate evolution by whole genome duplications to give four Hox gene clusters: Hoxa, Hoxb, Hoxc and Hoxd. It is currently unclear whether these duplications occurred before or after divergence of lampreys and hagfish from the rest of vertebrates. [40] Most mammals, amphibians, reptiles and birds have four HOX clusters, while most teleost fish, including zebrafish and medaka, have seven or eight Hox gene clusters because of an additional genome duplication which occurred in their evolutionary history. [41] [36] In zebrafish, one of the eight Hox gene clusters (a Hoxd cluster) has lost all protein-coding genes, and just a single microRNA gene marks the location of the original cluster. [42] In some teleost fish, such as salmon, an even more recent genome duplication occurred, doubling the seven or eight Hox gene clusters to give at least 13 clusters [43]

Hox genes, especially those of the HoxA and HoxD clusters, are implicated in the limb regeneration abilities of Amphibians and Reptiles. [44] In addition, one of the bat accelerated regions (analogous to human accelerated regions) called BAR116 is an enhancer that defines a unique expression pattern of HoxD genes in the fore and hind limbs, possibly playing a role in the evolution of wings. [45]

Amphioxus Edit

Amphioxus such as Branchiostoma floridae have a single Hox cluster with 15 genes, known as AmphiHox1 إلى AmphiHox15. [46]

Other Invertebrates Edit

Six Hox genes are dispersed in the genome of أنواع معينة انيقة, a roundworm. [10] ( fig. 3 ) Hydra و Nematostella vectensis, both in the Phylum Cnidaria, have a few Hox/ParaHox-like homeobox genes. [47] [11] Hox gene expression has also been studied in brachiopods, [48] annelids, [49] and a suite of molluscs. [50]

The Hox genes are so named because mutations in them cause homeotic transformations. Homeotic transformations were first identified and studied by William Bateson in 1894, who coined the term "homeosis". After the rediscovery of Mendel's genetic principles, Bateson and others realized that some examples of homeosis in floral organs and animal skeletons could be attributed to variation in genes.

Definitive evidence for a genetic basis of some homeotic transformations was obtained by isolating homeotic mutants. The first homeotic mutant was found by Calvin Bridges in Thomas Hunt Morgan's laboratory in 1915. This mutant shows a partial duplication of the thorax and was therefore named Bithorax (bx). It transforms the third thoracic segment (T3) toward the second (T2). Bithorax arose spontaneously in the laboratory and has been maintained continuously as a laboratory stock ever since. [51]

The genetic studies by Morgan and others provided the foundation for the systematic analyses of Edward B. Lewis and Thomas Kaufman, which provided preliminary definitions of the many homeotic genes of the Bithorax and Antennapedia complexes, and also showed that the mutant phenotypes for most of these genes could be traced back to patterning defects in the embryonic body plan.

Ed Lewis, Christiane Nüsslein-Volhard and Eric F. Wieschaus identified and classified 15 genes of key importance in determining the body plan and the formation of body segments of the fruit fly D. melanogaster in 1980. [52] For their work, Lewis, Nüsslein-Volhard, and Wieschaus were awarded the Nobel Prize in Physiology or Medicine in 1995. [53]

In 1983, the homeobox was discovered independently by researchers in two labs: Ernst Hafen, Michael Levine, and William McGinnis (in Walter Gehring's lab at the University of Basel, Switzerland) and Matthew P. Scott and Amy Weiner (in Thomas Kaufman's lab at Indiana University in Bloomington).

Hox genes play critical roles in the development of structures such as limbs, lungs, the nervous system, and eyes. As T. R. Lappin and colleagues observed in 2006, "Evolutionary conservation provides unlimited scope for experimental investigation of the functional control of the Hox gene network which is providing important insights into human disease." In the future, more research can be done in investigating the roles of Hox genes in Leukaemia and cancer (such as EOC). [36]


أساليب

Database Searches and Retrieval of Protein Sequences

Thorough TBlastN searches with several divergent homeodomain proteins of plants and animals were performed to retrieve homeobox genes of Arabidopsis through the TAIR database server (http://www.arabidopsis.org) and of rice through the Gramene database server (http://www.gramene.org). Likewise, analogous searches were performed for the maize genome, through the TAIR maize genome server (http://tigrblast.tigr.org/tgi_maize/) as well as the Plant Genome Database server (http://www.plantgdb.org/PlantGDB-cgi/blast/PlantGDBblast). The plant genome database server was also used to retrieve homeodomain sequences from other plants. The JGI Blast server (http://genome.jgi-psf.org/Poptr1/) was used to retrieve all the Selaginella, moss, and poplar homeobox genes using TBlastN searches against the genomic sequence. Similarly, the TIGR Medicago genome server (http://tigrblast.tigr.org/er-blast/index.cgi?project=mtbe) was used to retrieve Medicago homeodomain sequences. A local database was created using Filemaker Pro 5 (Filemaker, Inc.) to store the retrieved sequences, annotations, accession numbers, expressed sequence tags (ESTs), and chromosomal location. ال National Center for Biotechnology Information (NCBI) version of Mac Os X Blast (ftp.ncbi.nih.gov) was installed on a PowerMacG4 computer. The protein sequences in the Filemaker Pro 5 database were exported and reformatted for the local Blast. In order to remove the redundancy in the database, each sequence in the database was blasted against the database, and redundant entries were consolidated. New rounds of BlastP and TBlastN searches of the nr protein and GenBank databases at NCBI restricted to نبات الأرابيدوبسيس thaliana using default values were carried out using representative homeodomains of different classes from plants and animals as a query (e.g., POU, LIM, CUT, Antp, HD-ZIP, BEL [ Bürglin 1994]). Hits from these searches were checked against data in the local Filemaker database using the “Search” feature (e.g., accession numbers, or N-terminal protein sequences), or a local Blast search of a retrieved hit was performed against the local database. New sequences identified in this fashion were added to the database. A preliminary Neighbor-Joining tree was generated, and PSI-Blast searches with a member of each evolutionary group used as a query were carried out against the nr protein database at NCBI, and iterations were stopped when no new sequences were detected. Every hit for the BlastP, TBlastN, and PSI-Blast searches was manually examined for its potential to be a homeodomain, according to the criteria outlined in the text. No particular ه value was taken as an automatic cut-off point, as the goal was to detect as many homeobox genes as possible. In a few instances, Blast matrix and expected value were relaxed to include additional sequences, which were then checked manually for their potential as homeodomain sequences. نبات الأرابيدوبسيس thaliana ESTs at NCBI were searched using each entry of our local database as a query using TBlastN. Searches of newly discovered conserved domains/motifs linked to homeobox genes were carried out using BlastP with default values and without species restriction, unless the results would lead to too many hits (e.g., PHD, DDT). الجميع A. thaliana homeodomain protein entries (mislabeled as Hox) in the SMART database were also checked against the local database.

For rice, maize, and poplar, the genomic sequences of the few thousand nucleotides upstream and downstream of the homeodomain were analyzed to predict the complete homeodomain protein sequences using either the MIT Genescan server or the softberry FGENESH+ server, using the most similar plant gene from the blast searches as a guide. In the multiple sequence alignment, if the homeodomain showed obvious misalignment, the most similar plant sequence was used as a guide to correct the homeodomain following a three-frame translation of the sequence and manual determination of potential intron and exon boundaries. A similar procedure was used in some sequences that showed obvious gaps and misalignments within conserved domains upon sequence alignment. In those cases, the genomic sequence was examined, and it was compared either as three-frame translation with a closely related protein sequence or as DNA against a closely related DNA sequence, using the dot matrix program PPCMatrix ( Bürglin 1998b). The genomic sequence was translated in all three frames in PPCMatrix and examined for splice sites in the regions where the sequence similarity terminated. In the case of maize, part of the homeodomain could be found in one contig and the other part in a different contig. In this case, manual contig assemblies were carried out and finally confirmed by Blast searches. In several cases, أرابيدوبسيس homeobox genes were repredicted with FGENSH+ using the most similar gene ortholog as a guide to obtain the full-length protein.

The European Molecular Biology Open Software suite was used for pairwise alignment and for locating the homeodomain sequence within a protein sequence. Sequences were submitted also to the SMART and NCBI CDD ( Schultz et al. 1998 Marchler-Bauer et al. 2003) to identify conserved domains. These databases did not contain or identify many of the conserved motifs and unusual homeodomain sequences.

The homeodomain DNA from representative members of each class were blasted against the JGI Chlamydomonas project Blast server (http://genome.jgi-psf.org/Chlre3/Chlre3.home.html) to retrieve the كلاميدوموناس رينهاردتي homeodomain sequences. Similarly, to recover the homeodomain protein sequences of Physcomitrella patens, TBlastN searches were performed at JGI (http://genome.jgi-psf.org/).

Multiple Sequence Alignment and Phylogenetic Analysis

The multiple sequence alignment tool MUSCLE ( Edgar 2004) was used for multiple protein sequence alignment. Sequences were further edited and aligned manually, when necessary, using the “Seaview” multiple sequence editor ( Galtier et al. 1996). For phylogenetic analyses of conserved domains, sequences were trimmed so that only the relevant protein domains remained in the alignment. Phylogenetic relationships were inferred using the maximum likelihood (ML) method as implemented in PHYML ( Guindon and Gascuel 2003). For the ML trees, the JTT ( Jones et al. 1992) substitution model was used and results were evaluated with 100 or 1,000 bootstrap replicates. Use of alternative substitution models (WAG, LG) did not affect the results in any of the cases tested (results not shown). The generated trees were displayed using TREEVIEW 1.6.6 (http://taxonomy.zoology.gla.ac.uk/rod/treeview.html) and NJPLOT by M. Gouy (http://pbil.univ-lyon1.fr/software/njplot.html).

Secondary Structure Prediction and Protein Homology Modeling

We predicted the secondary structures of several divergent homeodomain sequences using the PHD, JPRED, and Predict Protein servers ( Rost and Sander 1993 Cuff et al. 1998). For homology modeling, the crystal structure of the engrailed homeodomain (PDB id: 1enh) obtained from Protein Data Bank (PDB) was used as a template. The aligned sequences were submitted to SWISS-MODEL (http://www.expasy.org/swissmod/) to obtain the 3D structure of some of the atypical homeodomains. The model was viewed in Swiss-PDB Viewer ( Kaplan and Littlejohn 2001), and the quality of the model was judged by the phi–psi angle represented in Ramachandran Plots.


GPS for chromosomes: Reorganization of the genome during development

The spatial arrangement of genetic material within the cell nucleus plays an important role in the development of an organism. A research team from the University of Basel, in collaboration with scientists from Harvard University, has developed a method to trace the chromosomes in individual cells. Using this method, they have now been able to demonstrate that chromosomes reorganize during embryonic development. The study has recently been published in الخلية الجزيئية.

Our body is made up of a wide variety of cells with the most diverse functions. Irrespective of being heart, liver or nerve cells, however, they all contain the same genetic information. The reason why cells develop differently is that only parts of their chromosomes are read. This results in some genes being active while others, in contrast, are silent.

For gene activation, both the way the genes are packaged as well as their spatial organization in the cell nucleus play a decisive role. Prof. Susan Mango's team at the Biozentrum of the University of Basel has now investigated this 3D architecture more closely. Using a novel technique, they were able to trace individual chromosomes during embryonic development in nematodes and show that they rearrange themselves during the early phase.

Chromosome arrangement is not random

If stretched out, all the DNA molecules of a cell would reach about two meters in length. So the DNA must be densely packed to fit into a cell nucleus of only few micrometers in size. The DNA strands are very tightly coiled and twisted to form space-saving structures, called chromosomes. The packaging and the arrangement of the DNA of the chromosomes determines the activity of genes.

In their study, the researchers led by Prof. Susan Mango traced individual chromosomes and investigated their organization during early embryonic development. Embryonic cells of the nematode C. ايليجانس served as a model. "Using a novel technique, we were able to follow the spatial rearrangement of chromosomes in single cells at the beginning of embryogenesis," says Mango. "The advantage of this method is that the cells and tissue remain completely intact."

Early chromosomes resemble a barbell

It is well know that chromosome regions with similar functional properties contact each other and interact. This means that chromosome domains segregated into two compartments, active and inactive. "During early embryogenesis, however, the chromosomes are organized differently," says Ahilya Sawh, first author of the study. "In the early embryo, they are organized into an unconventional barbell-like structure, with inactive compartments separated by a central active region." The researchers discovered that the nuclear lamina -- a protein mesh lining the inner surface of the cell nucleus -- is required to achieve this barbell arrangement. The lamina is attached to the inactive sections and stretches the chromosome.

Chromosomes reorganize during embryogenesis

"Only at a later stage of embryonic development, when the germ layers develop, we actually see the well-known segregation into an active and inactive region," explains Mango. "Using chromosome tracing, we were able to map the whole 3D chromosome architecture and could show for the first time that chromosomes rearrange during early development, a maturation process that requires the nuclear lamina."

The reorganization of the chromosomes accompanies cell maturation and represents a milestone in the development of a complex organism. The correct chromosomal architecture is crucial to prevent developmental disorders.


Cell Growth and Cell Division

Growth is defined as an irreversible increase in mass that is typically associated with an increase in volume. Plant cell growth is associated with meristems and must be carefully regulated in order for organogensis and histogenesis to occur in the appropriate patterns. The plant regulates growth by regulating the extensibility of its cell walls. A cell that has nonextensible cells walls can take up some water, but eventually the physical pressure of the water inside the cell pressing out on the cell wall (the turgor pressure) prevents the entry of additional water and any further change in volume. In contrast, a cell that has extensible cell walls can take up a substantial volume of water and thus increase in size. Turgor pressure that would otherwise prevent water entry momentarily decreases because the walls keep stretching.

Typically cell growth occurs in small increments: (1) wall extensibility increases, reducing turgor pressure (2) reduced turgor pressure allows water to enter the cell, increasing cell volume (3) wall extensibility decreases, allowing the cell to build up turgor and preventing further water entry and (4) the cell undergoes a cycle of synthesis of cytoplasmic and wall components, adding to the cell's mass. This cycle of incremental growth is repeated many times until the cell reaches its final size.

The plant hormones auxin and gibberellin are produced in the vicinity of the apical meristems and usually act in concert to induce cell growth. Both hormones regulate wall extensibility, but carry out this function in different ways. Auxin induces the activity of cell membrane H + adenosine triphosphatase (ATPase) molecules. Proton (H + ) extrusion lowers the pH of the cell wall, thus activating the cell wall enzyme expansin. Expansin cleaves the hydrogen bonds between two cell wall components: The السليلوز microfibrils and the hemicellulose molecules that link adjacent cellulose microfibrils. Breakage of these bonds allows these structural wall components to reposition themselves farther apart, increasing wall extensibility. Gibberellic acid, on the other hand, stimulates the activity of another cell wall enzyme called xyloglucan endotransglycosylase (XET). Xyloglucans are a type of hemicellulose that is cleaved by the XET enzyme. Breakage of the

Cell division and cell growth are often tightly linked. When the rate of cell division is balanced by cell growth, as in the apical meristems, average cell size does not increase. As the meristem grows away from earlier formed cells, the ratio of growth to division increases, resulting in overall cell enlargement. As the tissues mature further, cell division ceases completely, giving rise to zones of pure cell enlargement where most of the visible growth of the plant occurs. This relationship between division and growth, coupled with observations of the predictable planes of cell division during histogenesis, indicates that cell division is carefully regulated during plant development.

Molecules called cyclin-dependent كينازات (CDKs) are key regulators of cell cycling (including cell division) in plants. CDKs are activated by association with a regulatory subunit called a cyclin and by الفسفرة and dephosphorylation events. The plant hormone cytokinin appears to regulate the cell cycle by interacting with the CDKs. Cytokinins enhance the synthesis of the cyclin subunits that are required for the cell to enter the deoxyribonucleic acid (DNA) synthesis phase of the cell cycle. Cytokinins also enhance the CDK dephosphorylation step that is required for the cell to progress into mitosis . Both of these processes are inhibited by the hormone abscisic acid thus a ⋞velopmental tug-of-war" occurs between a division-enhancing hormone and a division-suppressing hormone. The delicate balance between them determines the rate of cell division and this type of interaction is probably typical of the hormonal regulation of many aspects of plant development.


DNA Sequencing Techniques

DNA sequencing techniques are used to determine the order of nucleotides (A,T,C,G) in a DNA molecule.

أهداف التعلم

Differentiate among the techniques used to sequence DNA

الماخذ الرئيسية

النقاط الرئيسية

  • Genome sequencing will greatly advance our understanding of genetic biology and has vast potential for medical diagnosis and treatment.
  • DNA sequencing technologies have gone through at least three “generations”: Sanger sequencing and Gilbert sequencing were first-generation, pyrosequencing was second-generation, and Illumina sequencing is next-generation.
  • Sanger sequencing is based on the use of chain terminators, ddNTPs, that are added to growing DNA strands and terminate synthesis at different points.
  • Illumina sequencing involves running up to 500,000,000 different sequencing reactions simultaneously on a single small slide. It makes use of a modified replication reaction and uses fluorescently-tagged nucleotides.
  • Shotgun sequencing is a technique for determining the sequence of entire chromosomes and entire genomes based on producing random fragments of DNA that are then assembled by computers which order fragments by finding overlapping ends.

الشروط الاساسية

  • DNA sequencing: a technique used in molecular biology that determines the sequence of nucleotides (A, C, G, and T) in a particular region of DNA
  • dideoxynucleotide: any nucleotide formed from a deoxynucleotide by loss of an a second hydroxyl group from the deoxyribose group
  • في المختبر: any biochemical process done outside of its natural biological environment, such as in a test tube, petri dish, etc. (from the Latin for “in glass”)

DNA Sequencing Techniques

While techniques to sequence proteins have been around since the 1950s, techniques to sequence DNA were not developed until the mid-1970s, when two distinct sequencing methods were developed almost simultaneously, one by Walter Gilbert’s group at Harvard University, the other by Frederick Sanger’s group at Cambridge University. However, until the 1990s, the sequencing of DNA was a relatively expensive and long process. Using radiolabeled nucleotides also compounded the problem through safety concerns. With currently-available technology and automated machines, the process is cheaper, safer, and can be completed in a matter of hours. The Sanger sequencing method was used for the human genome sequencing project, which was finished its sequencing phase in 2003, but today both it and the Gilbert method have been largely replaced by better methods.

Sanger Method: In Frederick Sanger’s dideoxy chain termination method, fluorescent-labeled dideoxynucleotides are used to generate DNA fragments that terminate at each nucleotide along the template strand. The DNA is separated by capillary electrophoresis on the basis of size. From the order of fragments formed, the DNA sequence can be read. The smallest fragments were terminated earliest, and they come out of the column first, so the order in which different fluorescent tags exit the column is also the sequence of the strand. The DNA sequence readout is shown on an electropherogram that is generated by a laser scanner.

Sanger Sequencing

The Sanger method is also known as the dideoxy chain termination method. This sequencing method is based on the use of chain terminators, the dideoxynucleotides (ddNTPs). The dideoxynucleotides, or ddNTPSs, differ from deoxynucleotides by the lack of a free 3′ OH group on the five-carbon sugar. If a ddNTP is added to a growing DNA strand, the chain is not extended any further because the free 3′ OH group needed to add another nucleotide is not available. By using a predetermined ratio of deoxyribonucleotides to dideoxynucleotides, it is possible to generate DNA fragments of different sizes when replicating DNA in vitro.

A Sanger sequencing reaction is just a modified in vitro DNA replication reaction. As such the following components are needed: template DNA (which will the be DNA whose sequence will be determined), DNA Polymerase to catalyze the replication reactions, a primer that basepairs prior to the portion of the DNA you want to sequence, dNTPs, and ddNTPs. The ddNTPs are what distinguish a Sanger sequencing reaction from just a replication reaction. Most of the time in a Sanger sequencing reaction, DNA Polymerase will add a proper dNTP to the growing strand it is synthesizing in vitro. But at random locations, it will instead add a ddNTP. When it does, that strand will be terminated at the ddNTP just added. If enough template DNAs are included in the reaction mix, each one will have the ddNTP inserted at a different random location, and there will be at least one DNA terminated at each different nucleotide along its length for as long as the in vitro reaction can take place (about 900 nucleotides under optimal conditions.)

The ddNTPs which terminate the strands have fluorescent labels covalently attached to them. Each of the four ddNTPs carries a different label, so each different ddNTP will fluoresce a different color.

After the reaction is over, the reaction is subject to capillary electrophoresis. All the newly synthesized fragments, each terminated at a different nucleotide and so each a different length, are separated by size. As each differently-sized fragment exits the capillary column, a laser excites the flourescent tag on its terminal nucleotide. From the color of the resulting flouresence, a computer can keep track of which nucleotide was present as the terminating nucleotide. The computer also keeps track of the order in which the terminating nucleotides appeared, which is the sequence of the DNA used in the original reaction.

Second Generation and Next-generation Sequencing

The Sanger and Gilbert methods of sequencing DNA are often called “first-generation” sequencing because they were the first to be developed. In the late 1990s, new methods, called second-generation sequencing methods, that were faster and cheaper, began to be developed. The most popular, widely-used second-generation sequencing method was one called Pyrosequencing.

Today a number of newer sequencing methods are available and others are in the process of being developed. These are often called next-generation sequencing methods. The most widely-used sequencing method currently is one called Illumina sequencing (after the name of the company which commercialized the technique), but numerous competing methods are in the developmental pipeline and may supplant Illumina sequencing.

In Illumina sequencing, up to 500,000,000 separate sequencing reactions are run simultaneously on a single slide (the size of a microscope slide) put into a single machine. Each reaction is analyzed separately and the sequences generated from all 500 million DNAs are stored in an attached computer. Each sequencing reaction is a modified replication reaction involving flourescently-tagged nucleotides, but no chain-terminating dideoxy nucleotides are needed.

When the human genome was first sequenced using Sanger sequencing, it took several years, hundreds of labs working together, and a cost of around $100 million to sequence it to almost completion. Next generation sequencing can sequence a comparably-sized genome in a matter of days, using a single machine, at a cost of under $10,000. Many researchers have set a goal of improving sequencing methods even more until a single human genome can be sequenced for under $1000.

Shotgun Sequencing

Sanger sequence can only produce several hundred nucleotides of sequence per reaction. Most next-generation sequencing techniques generate even smaller blocks of sequence. Genomes are made up of chromosomes which are tens to hundreds of millions of basepairs long. They can only be sequenced in tiny fragments and the tiny fragments have to put in the correct order to generate the uninterrupted genome sequence. Most genomic sequencing projects today make use of an approach called whole genome shotgun sequencing.

Whole genome shotgun sequencing involves isolating many copies of the chromosomal DNA of interest. The chromosomes are all fragmented into sizes small enough to be sequenced (a few hundred basepairs) at random locations. As a result, each copy of the same chromosome is fragmented at different locations and the fragments from the same part of the chromosome will overlap each other. Each fragment is sequenced and sophisticated computer algorithms compare all the different fragments to find which overlaps with which. By lining up the overlapped regions, a process called tiling, the computer can find the largest possible continuous sequences that can be generated from the fragments. Ultimately, the sequence of entire chromosomes are assembled.

Whole genome shotgun sequencing.: In shotgun sequencing, multiple copies of the same chromosome are isolated and then fragmented in random locations. The different copies of the chromosome end up generating different length fragments. When the complete collection of fragments has been sequenced, comparing the sequences of all the fragments will reveal which fragments have ends that overlap with other fragments. The complete sequence from one end of the original DNA to the other can be assembled by following the sequence from the first overlapping fragment to the last.

Genome sequencing will greatly advance our understanding of genetic biology. It has vast potential for medical diagnosis and treatment.


The Late Embryogenesis Abundant Protein Family in Cassava ( Manihot esculenta Crantz): Genome-Wide Characterization and Expression during Abiotic Stress

Late embryogenesis abundant (LEA) proteins, as a highly diverse group of polypeptides, play an important role in plant adaptation to abiotic stress however, LEAs from cassava have not been studied in cassava. In this study, 26 LEA members were genome-wide identified from cassava, which were clustered into seven subfamily according to evolutionary relationship, protein motif, and gene structure analyses. Chromosomal location and duplication event analyses suggested that 26 MeLEAs distributed in 10 chromosomes and 11 MeLEA paralogues were subjected to purifying selection. Transcriptomic analysis showed the expression profiles of MeLEAs in different tissues of stem, leaves, and storage roots of three accessions. Comparative transcriptomic analysis revealed that the function of MeLEAs in response to drought may be differentiated in different accessions. Compared with the wild subspecies W14, more MeLEA genes were activated in cultivated varieties Arg7 and SC124 after drought treatment. العديد من MeLEA genes showed induction under various stresses and related signaling treatments. Taken together, this study demonstrates the transcriptional control of MeLEAs in tissue development and the responses to abiotic stress in cassava and identifies candidate genes for improving crop resistance to abiotic stress.

الكلمات الدالة: abiotic stress cassava characterization genome-wide analysis late embryogenesis abundant (LEA) protein.

بيان تضارب المصالح

الكتاب تعلن أي تضارب في المصالح.

الأرقام

Evolutionary analysis of the LEAs…

Evolutionary analysis of the LEAs from cassava, rice, and أرابيدوبسيس . A total…

The conserved motifs of the…

The conserved motifs of the MeLEAs according to the evolutionary classification. The conserved…

The exon-intron structure of the…

The exon-intron structure of the MeLEAs based on the evolutionary relationship. Exon-intron analysis…

Distribution of the MeLEAs on…

Distribution of the MeLEAs on chromosomes. The 26 MeLEAs were mapped to 10…

Segmental duplication of LEA genes…

Segmental duplication of LEA genes in cassava. Chromosomes are illustrated in different colour…

Expression patterns of MeLEAs in…

Expression patterns of MeLEAs in different tissues and in response to drought stress.…

Expression profiles of the MeLEAs…

Expression profiles of the MeLEAs in leaves under salt, osmotic, cold, H 2…


شاهد الفيديو: هل تصنف الربوتات ضمن الكائنات الحية وكيف ستقوم بالإنقلاب على البشر وإبادتهم (يونيو 2022).


تعليقات:

  1. Shaktijar

    يمكن أن يكون أكثر متعة :)

  2. Heikki

    موجه لي من فضلك حيث يمكنني أن أقرأ عنها؟

  3. Destry

    بشكل مثير للإعجاب

  4. Claus

    بدون محادثات!

  5. Burford

    يا لها من عبارة رائعة

  6. Razvan

    أعتذر ، لم يقترب مني على الإطلاق.

  7. Hanno

    أوافق ، إنها معلومات ممتعة



اكتب رسالة