معلومة

هل يوجد مسار أيضي يفرز الميثانول؟

هل يوجد مسار أيضي يفرز الميثانول؟


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

لقد كنت أبحث عن مواضيع مساعدة حول الميثانول في التمثيل الغذائي. على وجه التحديد ، أود أن أعرف ما هو المكون الغذائي الشائع الذي يولد الميثانول بعد عملية التمثيل الغذائي والتعليق على سميته؟ لا يمكنني العثور على أي بيانات ذات صلة وأسعى لمعرفة ما إذا كان أي شخص هنا لديه أي خبرة ومعرفة بهذا.


هذا سؤال قديم الآن ، لكنني وجدته مثيرًا للاهتمام ، لذا إليك سنتي :)

من المعروف منذ فترة طويلة أن الميثانول يحدث بشكل طبيعي في البشر ؛ أظهرت دراسة واحدة من عام 1963 وجودها في التنفس.

أحد المصادر الرئيسية للميثانول في البشر هو تكسير البكتين بواسطة البكتيريا في الأمعاء. البكتين عبارة عن كربوهيدرات معقدة توجد في العديد من الفواكه وأجزاء النباتات الأخرى غير الخشبية. لا يتم استقلاب البكتين بشكل جيد من قبل البشر ، وبالتالي فهو ذو قيمة غذائية منخفضة ويعتبر من الألياف الغذائية. ومع ذلك ، فإن بعض أنواع البكتيريا في الأمعاء قادرة على تحلل البكتين ، وتنتج هذه العملية الميثانول.

توضح هذه المقالة قياسات مستويات الميثانول في أنفاس الأشخاص الذين يستهلكون البكتين. هنا ، تم تقدير 10-15 جرامًا من البكتين (ما يعادل ~ 1 كجم من التفاح) لإنتاج حوالي 0.4-1.4 جرام من الميثانول. يذكر المؤلفون أيضًا أن هناك إنتاجًا أساسيًا من الميثانول لدى البشر أيضًا ، يبلغ حوالي 0.3 جرام يوميًا. يبدو أن منشأ هذا الميثانول غير واضح.

هناك أيضًا مسارات في الخلايا البشرية قادرة على تكوين الميثانول. توضح هذه الدراسة هذه الحقيقة من خلال إظهار أن ضخ الإيثانول (تجاوز القناة الهضمية) يؤدي إلى ارتفاع مستويات الميثانول.

يمكن العثور هنا على مراجعة حديثة لعملية التمثيل الغذائي للميثانول لدى البشر.


لا يمكنني التعليق على المكونات الغذائية أو السمية ، لكن قاعدة بيانات Kegg تحتوي على إدخال للميثانول مع روابط للمسارات التي يكون فيها وسيطًا. قد تجد أنه من المفيد التحقق مما إذا لم تكن قد فعلت ذلك بالفعل.

http://www.genome.jp/dbget-bin/www_bget؟C00132


تكاثر ميثيلوباكتيريوم extorquens المقاومة للميثانول AM1 بواسطة طفرات البلازما في الغلاف الجوي ودرجة حرارة الغرفة جنبًا إلى جنب مع تطور المختبر التكيفي

الميثيلوبكتيريوم الباسطة AM1 ، والتي يمكن استخدامها كمصنع للخلايا الميثيلوتروفيك (MeCF) لإنتاج المواد الكيميائية الدقيقة من الميثانول ، هي أكثر السلالات الميثيلوتروفيكية دراسة على نطاق واسع. ومع ذلك ، فإن تحمله المنخفض للميثانول يحد من تطور العمليات الحيوية ولم تكن هناك تقارير عن تحسن تحمل الميثانول لـ M. extorquens AM1. في هذه الدراسة ، يتم استخدام طفرات البلازما في الغلاف الجوي ودرجة حرارة الغرفة (ARTP) ، جنبًا إلى جنب مع تطور المختبر التكيفي (ALE) ، لتوليد طفرة ذات تحمل عالي للميثانول (يشار إليها باسم CLY-2533). كثافة الخلية النهائية لـ CLY-2533 أعلى بـ 7.10 مرة من كثافة الخلايا البرية في وسط يحتوي على 5٪ (حجم / حجم) ميثانول. من خلال تحليل الجينوميات المقارن والإفراط في التعبير عن الجينات المفترضة المستغلة ، تم تحديد سبعة جينات متحولة على أنها مرتبطة ارتباطًا وثيقًا بتحمل الميثانول العالي لـ CLY-2533. بالإضافة إلى ذلك ، يتم إدخال عامل mvt ، الذي يحتوي على الجينات المتعلقة بالتخليق الحيوي لحمض الميفالونات (MEV) ، في CLY-2533. تُظهر هذه السلالة المؤتلفة تحسينات كبيرة في كل من إنتاج MEV ونمو الخلايا في وسط ميثانول بنسبة 5 ٪. ستكون هذه النتائج مفيدة في التصميم العقلاني لسلالة استخدام الميثانول لمنصة مضيفة محسنة للتصنيع الحيوي القائم على الميثانول.

الكلمات الدالة: ARTP طفرات ميثيلوباكتيريوم extorquens الميثانول تحمل ميفالونات مصنع الخلايا الميثيلوتروفيك.


خيارات الوصول

احصل على الوصول الكامل إلى دفتر اليومية لمدة عام واحد

جميع الأسعار أسعار صافي.
سيتم إضافة ضريبة القيمة المضافة في وقت لاحق عند الخروج.
سيتم الانتهاء من حساب الضريبة أثناء الخروج.

احصل على وصول محدود أو كامل للمقالات على ReadCube.

جميع الأسعار أسعار صافي.


نقاش

المسار الأيضي المقترح المشاركة في استيعاب الميثانول بواسطة خلايا الجميز (لم يُشار إلى أصل ميثيل بيتا-د- جلوكوبيرانوسيد). الإنزيمات: 1 ، فورميل تتراهيدروفولات سينثيتيز 2 ، ميثينيل إتش4بي تي-غلون سيكلوهيدرولاز 3 ، ميثيلين إيتراهيدروفولات ديهيدروجينيز 4 ، سير هيدروكسي ميثيل ترانسفيراز 5 ، غلي ديكاربوكسيلاز 6 ، ميثيلين إيتراهيدروفولات ريدوكتاز 7 ، الكوبالامين المستقل عن الكوبالامين Met synthase 8 ، س- أدينوسيل ميت سينثيتاز 9 ، ميثيل ترانسفيراز 10 ، س- أدينوسيلهومو سيس هيدرولاز 11 وسيستاثيونين بيتا سينثيز وسيستاثيونين β-لياز 12 وميثانول أوكسيديز وفورمالديهايد ديهيدروجينيز. ح4FGluن، 5،6،7،8 رباعي هيدرو تيرويل بولي-غلو (رباعي هيدروفولات) CHOH4F- جلون، 10-فورميل تتراهيدروفولات CHH4F- جلون، 5،10-ميثينيل تتراهيدروفولات CH2ح4F- جلون، 5،10-methylenetetrahydrofolate CH3ح4FGluن، 5-ميثيل تتراهيدروفولات سام ، س-ادينوسيل- ميت SAH ،س-ادينوسيلهومو- سيس. ● ، (13 درجة مئوية) كربون.

المسار الأيضي المقترح المشاركة في استيعاب الميثانول بواسطة خلايا الجميز (لم يُشار إلى أصل ميثيل بيتا-د- جلوكوبيرانوسيد). الإنزيمات: 1 ، فورميل تتراهيدروفولات سينثيتيز 2 ، ميثينيل إتش4بي تي-غلون سيكلوهيدرولاز 3 ، ميثيلين إيتراهيدروفولات ديهيدروجينيز 4 ، سير هيدروكسي ميثيل ترانسفيراز 5 ، غلي ديكاربوكسيلاز 6 ، ميثيلين إيتراهيدروفولات ريدوكتاز 7 ، الكوبالامين المستقل عن الكوبالامين Met synthase 8 ، س- أدينوسيل ميت سينثيتاز 9 ، ميثيل ترانسفيراز 10 ، س- أدينوسيلهومو سيس هيدرولاز 11 وسيستاثيونين بيتا سينثيز وسيستاثيونين β-لياز 12 وميثانول أوكسيديز وفورمالديهايد ديهيدروجينيز. ح4FGluن، 5،6،7،8 رباعي هيدرو تيرويل بولي-غلو (رباعي هيدروفولات) CHOH4F- جلون، 10-فورميل تتراهيدروفولات CHH4F- جلون، 5،10-ميثينيل تتراهيدروفولات CH2ح4F- جلون، 5،10-methylenetetrahydrofolate CH3ح4FGluن، 5-ميثيل تتراهيدروفولات سام ، س-ادينوسيل- ميت SAH ،س-ادينوسيلهومو- سيس. ● ، (13 درجة مئوية) كربون.

تشير نتائجنا أيضًا إلى أن خلايا الجميز تستقلب الميثانول ببطء إلى حد ما (حوالي 0.2 ميكرولتر ساعة −1 جم وزن رطب) ، وأن بعض الكربون من الميثانول (30٪ - 60٪) يتم توجيهه نحو 13 مركب C ، بما في ذلك Ser، Met، 24-methyl and 24-ethyl sterols، phosphatidylcholine، and methyl-β -d- glucopyranoside (مركبات مرئية بالرنين المغناطيسي النووي). لذلك ، في خلايا الجميز ، يذهب جزء مهم من تدفق الكربون من فورمات إلى فورميل H4بي تي-غلون مسار synthetase بدلاً من مسار أكسدة الميتوكوندريا. ومع ذلك ، فقد وصفت العديد من الدراسات أنزيم نازعة هيدروجين الفورمات المعتمد على NAD في الميتوكوندريا النباتية ، وهو إنزيم يحفز أكسدة الفورمات إلى ثاني أكسيد الكربون.2. على سبيل المثال ، أوليفر (1981) وهورتون كاباسا وآخرون. (1998) أن الميتوكوندريا السبانخ يمكن أن تتأكسد فورمات بسرعة كبيرة. لدعم هذه الملاحظة ، أشارت النتائج الأولية التي تم إجراؤها في مختبرنا إلى أن خلايا الجميز السليمة يمكن أن تتأكسد فورمات بسرعة أكبر من استقلابها للميثانول (حوالي 1 ميكرولتر ساعة −1 جم وزن رطب مقابل 0.2 ميكرولتر ساعة −1 جم وزن رطب ). لذلك ينشأ عدم اليقين فيما يتعلق بتقسيم فورمات بين مسار الأكسدة عبر فورمات ديهيدروجينيز ومسار الاستيعاب عبر 10-فورميل H4بي تي-غلون. على ما يبدو ، وفقًا للأنسجة ، يمكن أن يتقلب التدفق النسبي للفورمات نحو الأكسدة والاستيعاب إلى حد كبير (Cossins ، 1964) ، نظرًا لوجود مؤشرات قوية للتحكم في أكسدة الفورمات في النباتات على مستوى التعبير الجيني علاوة على ذلك ، الموقع الرئيسي لـ مثل هذا التنظيم هو على الأرجح نازع هيدروجين فورمات معتمد على NAD (هورتون كاباسا وآخرون ، 1998). التقارب الضعيف لفورمات نازعة الهيدروجين لركائزه (ك م فورمات≈ 1.7 م هاليويل ، 1974) ، على عكس الوضع الذي لوحظ في فورميل إتش4بي تي-غلون مركب (ك م فورمات ≈ 35 ميكرومتر Kirk et al. ، 1995) ، يمكن أن يفسر حقيقة أن جزءًا من الكربون المشتق من الميثانول يتم تحويله نحو استقلاب C1.

كشفت دراساتنا عن استقلاب الميثانول [13 درجة مئوية] في خلايا الجميز عن استيعاب الملصق في منتج خلوي جديد على مدى عدة ساعات من التعرض. تم التعرف على هذا المركب ، الذي يتميز بـ methyl-β -d- glucopyranoside ، في بتلات الورد (Ichimura et al. ، 1997) وفي مجموعة متنوعة من الأنواع التي تنتمي إلى الجنس. جيوم (عائلة Rosacae) (Bonnier ، 1934). في هذه الدراسة ، لا يتطلب استيعاب الملصق من [13 درجة مئوية] ميثانول في مجموعة الميثيل من ميثيل بيتا-د- جلوكوبيرانوسيد تكوين 13 CH2ح4بي تي-غلون، لأن تغذية خلايا الجميز بـ [3- 13 C] Ser ، السلائف المباشرة لـ 13 CH2ح4بي تي-غلون، لم يؤد إلى تكوين [13 C] ميثيل بيتا-د- جلوكوبيرانوسيد. بالإضافة إلى ذلك ، تم الحصول على قيمة تخصيب 13 C قريبة من 100٪ ، مما يشير إلى أن مجموعة الميثيل من methyl-β -d- glucopyranoside مشتقة حصريًا من الميثانول. يتناقض هذا مع الحالة التي لوحظت مع المركبات الأخرى المُصنَّعة من الميثانول [13 درجة مئوية] ، مثل فوسفاتيديل كولين ، حيث تزداد نسبة التخصيب 13 سي (في المائة) في كربون الميثيل للكولين ببطء مع مرور الوقت حتى حالة توازن مستقرة ( 45٪). وذلك لأن الميثانول [13 درجة مئوية] والميثانول الداخلي غير المسمى Ser يتنافسان مع بعضهما البعض لتغذية عملية التمثيل الغذائي لـ C1.


الاستنتاجات

تم استخدام تقنية إعادة البناء الأيضي على نطاق واسع لتوثيق الذخيرة الأيضية للكائنات الحية في بكتيريا و ال حقيقيات النوى المجالات [47]. هنا ، نستفيد من زيادة توافر مجموعات البيانات التجريبية والمعلومات الجينومية للكائنات البدائية لبناء نموذج التمثيل الغذائي ، المسمى أنا VS941 ، من الأركون الذي يحتوي على أكبر جينوم معروف ، Methanosarcina acetivorans. ال أنا تم إنشاء نموذج VS941 باستخدام إجراء منهجي يتيح التقييم المتسلسل وتحسين قدرات النموذج. يتكون النموذج من 705 تفاعلات و 708 نواتج أيضية و 941 جينًا ، ويمثل الأخير حوالي 44٪ من جميع ORFs في M. الاسيتيفوران مع التعليقات التوضيحية المفترضة [35]. يحتوي النموذج المكتمل على نواتج أيضية (87٪) يمكن إنتاجها ولديها موافقة عالية تبلغ 93.3٪ ضد النشر في الجسم الحي بيانات النمو عبر الاضطرابات البيئية والوراثية (ثلاثون نقطة بيانات) بخصوصية تبلغ 81٪ (أي النسبة المئوية للجينات الأساسية المحددة بشكل صحيح) والانتقائية بنسبة 89.7٪ (أي النسبة المئوية للجينات غير الأساسية المحددة بشكل صحيح). بالإضافة إلى ذلك ، يلخص النموذج الخصائص النشطة الخاصة بالركيزة مثل عدم الاستغناء عن سينسيز ATP للنمو على الأسيتات / الميثانول وقابلية الاستغناء عن النمو على أول أكسيد الكربون.

عدد التفاعلات المضمنة في نموذج المسودة تحت الخطوة 1 حساس تمامًا لقطع BLAST المعتمد. يزداد عدد إدخالات الجينات إلى 1090 عندما يتم تخفيف القطع إلى 10-20 من المدخلات 776 للقطع المعتمد من 10-30. تم اختيار هذا القطع الأكثر صرامة للتأكد من أن نموذج المسودة لا يحتوي على أي وظائف مضافة بشكل خاطئ. لقد وجدنا أنه من الأسهل بكثير العثور على الوظائف المفقودة وإضافتها بدلاً من تحديد الوظائف الخاطئة وإزالتها بشكل صحيح. ومن المثير للاهتمام ، أن جميع التفاعلات باستثناء تفاعل واحد في مسار تكوين الميثان المعروف أنها تحدث في M. الاسيتيفوران تم تضمينها في مسودة النموذج باستخدام القطع الأكثر صرامة. تفاعل ECH Hydrogenase المعروف أنه يحدث في M. barkeri ولكن ليس في M. الاسيتيفوران تم استبعاده من مسودة النموذج.

هذا شيد أنا يمثل نموذج VS941 الجهد الأكثر شمولاً حتى الآن لفهرسة التمثيل الغذائي الميثانوجيني. بالنظر إلى الاهتمام الذي تلقاه اتحادات الميثانوجين والكمية المتزايدة من البيانات الميتاجينومية [48] ، يمكن استخدام هذا النموذج لتقييم التأثير البيولوجي على توازن الكربون في المجتمعات المولدة للميثان. هذا التجميع الخاص بالكائن من ذخيرة التمثيل الغذائي لـ M. الاسيتيفوران يمكن أن تكون بمثابة إطار عمل لدمج البيانات التجريبية الإضافية على الميثانوجينات حال توفرها. النموذج متاح بتنسيق SBML لتمكين النشر (ملف إضافي 2).


العنوان: إنزيم مصمم هندسيًا بدون سقالات لتحسين استخدام الميثانول

الميثانول هو مادة أولية مهمة مشتقة من الغاز الطبيعي ويمكن تحويله كيميائيًا إلى سلعة ومواد كيميائية متخصصة عند الضغط العالي ودرجة الحرارة. على الرغم من أن التحويل البيولوجي للميثانول يمكن أن يستمر في الظروف المحيطة ، إلا أن هناك ندرة في الكائنات الحية الدقيقة المهندسة التي تستخدم الميثانول لإنتاج المستقلبات. في الطبيعة ، يفضل ميثانول ديهيدروجينيز (Mdh) ، الذي يحول الميثانول إلى الفورمالديهايد ، التفاعل العكسي بشدة. وبالتالي ، فإن الاقتران الفعال مع عزل الفورمالديهايد الذي لا رجعة فيه بواسطة سينثاز 3-هيكسولوز-6-فوسفات (Hps) و 6-فوسفو -3-هيكسيولوزيزوميراز (فاي) بمثابة القوة الدافعة الرئيسية لسحب توازن المسار نحو التمثيل الغذائي المركزي. تتمثل الإستراتيجية الناشئة لتعزيز التوجيه الفعال للركيزة في تنظيم إنزيمات المسار مكانيًا في مجموعة هندسية لتوفير القوى الدافعة الحركية التي تعزز تدفق الكربون في اتجاه مرغوب فيه. هنا ، قمنا بالإبلاغ عن إستراتيجية تجميع ذاتي بدون سقالات لتنظيم Mdh و Hps و Phi في مركب إنزيم فوق الجزيئي مصمم هندسيًا باستخدام زوج تفاعل SH3- يجند ، مما يعزز تحويل الميثانول إلى الفركتوز -6-فوسفات (F6P). لزيادة استهلاك الميثانول ، تم إنشاء "حوض NADH" باستخدام Escherichia coli lactate dehydrogenase باعتباره كاسح NADH ، وبالتالي منع تقليل الفورمالديهايد القابل للانعكاس. تم تحسين الجمع بين الاستراتيجيتين في إنتاج F6P في المختبر بنسبة 97 ضعفًا مقارنة بالأنزيمات غير المجمعة. تم تحقيق التأثير المفيد لتجميع الإنزيم الفائق الجزيئي أيضًا في الجسم الحي حيث أدى تجميع الإنزيم الهندسي إلى تحسين معدل استهلاك الميثانول كامل الخلية بمقدار تسعة أضعاف. سيسمح هذا النهج في النهاية بالاقتران المباشر لتخليق F6P المحسن مع استراتيجيات هندسة التمثيل الغذائي الأخرى لإنتاج العديد من المستقلبات المرغوبة من الميثانول. وقوو أقل


دعم المعلومات

الشكل S1

التفاعلات الوظيفية المتوقعة لمجموعات الجينات ADH / AlDH والجينات المشاركة في تنظيم الكتلة كما هو معروض في قاعدة بيانات STRING 9.0. تظهر شبكات التفاعل الوظيفية المتوقعة في عرض & # x0201cconfidence & # x0201d ، حيث يتم تمثيل الارتباطات الأقوى بخطوط أكثر سمكًا. تم وضع علامة على ثلاث مجموعات بروتينية وظيفية.

الجدول S1

محتوى الميثانول في دم الفئران بعد تناول الميثانول داخل الصفاق.

الجدول S2

قائمة الجينات التي تم تنظيمها في تقاطع دوائر مخطط Venn المعروضة في الشكل 2 .

الجدول S3

قائمة الجينات الخاضعة للتنظيم في تقاطع دوائر مخطط Venn المعروضة في الشكل 2 .


هل يوجد مسار أيضي يفرز الميثانول؟ - مادة الاحياء

الجزء الثاني. أحجار الزوايا: الكيمياء ، الخلايا ، والأيض

6.3 المسارات الأيضية للتنفس الخلوي الهوائي

إنها لفكرة جيدة أن تبدأ بأبسط وصف وإضافة طبقات من الفهم أثناء الانتقال إلى مستويات إضافية. لذلك ، تنقسم مناقشة التنفس الخلوي الهوائي إلى مستويين:

1. وصف أساسي و

اسأل معلمك عن المستوى المطلوب لدراستك الدراسية.

الوصف الأساسي

التحلل السكري هو سلسلة من التفاعلات التي يتحكم فيها الإنزيم والتي تحدث في السيتوبلازم. أثناء تحلل السكر ، تمت إضافة طاقة لجزيء السكر المكون من 6 كربون (الجلوكوز) من جزيئي ATP. تؤدي إضافة هذه الطاقة إلى جعل بعض روابط جزيء الجلوكوز غير مستقرة ، كما أن جزيء الجلوكوز يتحلل بسهولة أكبر. بعد المرور بالعديد من التفاعلات التي يتحكم فيها الإنزيم ، يتم تقسيم الجلوكوز المكون من 6 كربون إلى جزيئين من 3 كربون معروفين باسم glyceraldehyde-3-phosphate (المعروف أيضًا باسم PGA ، أو phosphoglyceraldehyde) ، والذي يخضع لتفاعلات إضافية لتكوين حمض البيروفيك ( CH3كوكوه).

يتم إطلاق طاقة كافية من خلال هذه السلسلة من التفاعلات لإنتاج أربعة جزيئات ATP. نظرًا لاستخدام اثنين من جزيئات ATP لبدء التفاعل وتم إنتاج أربعة ، هناك ربح صافٍ لاثنين من جزيئات ATP من مسار التحلل الجلدي (الشكل 6.4). أثناء عملية تحلل السكر ، تتم إزالة بعض الهيدروجين وإلكتروناتها من الجزيئات العضوية التي تتم معالجتها والتقاطها بواسطة جزيء نقل الإلكترون NAD + لتكوين NADH. يتم إطلاق كمية كافية من الهيدروجين أثناء تحلل السكر لتكوين 2 NADHs. يحتوي NADH بإلكتروناته الإضافية على كمية كبيرة من الطاقة الكامنة ، والتي يمكن استخدامها لصنع ATP في نظام نقل الإلكترون. تتمثل وظيفة الإنزيم المساعد NAD + في نقل هذه الإلكترونات والبروتونات المحتوية على الطاقة بأمان إلى نظام نقل الإلكترون. بمجرد أن يسقطوا إلكتروناتهم ، فإن NAD + s المؤكسدة متاحة لالتقاط المزيد من الإلكترونات وتكرار المهمة.

الشكل 6.4. تحلل السكر: الوصف الأساسي

التحلل السكري هو المسار الكيميائي الحيوي الذي تستخدمه العديد من الكائنات الحية لأكسدة الجلوكوز. خلال هذا التسلسل من التفاعلات الكيميائية ، يتأكسد جزيء الجلوكوز المكون من 6 كربون. نتيجة لذلك ، يتم إنتاج حمض البيروفيك ، ويتم التقاط الإلكترونات بواسطة NAD + ، ويتم إنتاج ATP.

الملخص الأساسي لدورة واحدة من تحلل السكر

تحدث سلسلة التفاعلات المعروفة باسم دورة كريبس داخل ميتوكوندريا الخلايا. حصلت على اسمها من مكتشفها ، هانز كريبس ، وحقيقة أن سلسلة التفاعلات تبدأ وتنتهي بنفس الجزيء الذي تدور حوله. تُعرف دورة كريبس أيضًا باسم دورة حمض الستريك ودورة حمض الكربوكسيل (TCA). تدخل جزيئات حمض البيروفيك المكونة من 3 كربون المنبعثة من تحلل السكر في الميتوكوندريا. يتم العمل عليها من خلال إنزيمات معينة مصنوعة باستخدام المعلومات الجينية الموجودة في الحمض النووي الموجود داخل الميتوكوندريا (mDNA). يتم تجريد أحد هذه الكربونات ويتم ربط الجزء المتبقي من الكربون 2 بجزيء من الإنزيم المساعد A (CoA) ، ليصبح مركبًا يسمى acetyl-CoA. يتكون الإنزيم المساعد أ من البانتيثين (حمض البانتوثنيك) ، وهو شكل من أشكال فيتامين ب5. Acetyl-CoA هو الجزيء الذي يمر عبر دورة كريبس. في الوقت الذي يتم فيه إنتاج acetyl-CoA ، يتم إرفاق 2 هيدروجين بـ NAD + لتكوين NADH. يتم إطلاق ذرة الكربون التي تمت إزالتها على شكل ثاني أكسيد الكربون.

ملخص التغييرات حيث يتم تحويل حمض البيروفيك إلى Acetyl-CoA

خلال دورة كريبس (الشكل 6.5) ، يتأكسد الأسيتيل- CoA تمامًا (أي تتم إزالة الهيدروجين المتبقي وإلكتروناته). يتم التقاط معظم الإلكترونات بواسطة NAD + لتكوين NADH ، ولكن في مرحلة ما من العملية ، تلتقط FAD الإلكترونات لتشكيل FADH2. بغض النظر عن حامل الإلكترون المستخدم ، يتم إرسال الإلكترونات إلى نظام نقل الإلكترون. يتم دمج ذرات الكربون والأكسجين المتبقية لتكوين ثاني أكسيد الكربون2. كما هو الحال في تحلل السكر ، يتم إطلاق طاقة كافية لتوليد جزيئين ATP. في نهاية دورة كريبس ، تم تكسير جزء الأسيتيل من الأسيتيل- CoA بالكامل (يتأكسد) إلى ثاني أكسيد الكربون2. تم إصدار شهادة توثيق البرامج وإتاحتها للاستخدام مرة أخرى. تم نقل الطاقة في الجزيء إلى ATP أو NADH أو FADH2. أيضًا ، تم إطلاق بعض الطاقة على شكل حرارة. لكل جزيء من جزيئات acetyl-CoA التي تدخل دورة كريبس ، 1 ATP ، 3 NADHs ، و 1 FADH2 يتم إنتاجها. إذا قمنا بحساب NADH الناتج أثناء تحلل السكر ، عندما تم تكوين أسيتيل CoA ، فسيكون هناك ما مجموعه 4 NADH لكل حمض بيروفيك يدخل في الميتوكوندريا.

الشكل 6.5. دورة كريبس: الوصف الأساسي

تحدث دورة كريبس في الميتوكوندريا للخلايا لإكمال أكسدة الجلوكوز. خلال هذا التسلسل من التفاعلات الكيميائية ، يتم تجريد جزيء حمض البيروفيك الناتج من تحلل السكر من الهيدروجين. يتم التقاط الهيدروجين بواسطة NAD + و FAD لنقلها إلى ETS. يتم إعادة تنظيم الذرات المتبقية في جزيئات ثاني أكسيد الكربون. يتم إطلاق طاقة كافية خلال دورة كريبس لتكوين 2 ATPs. نظرًا لإنتاج جزيئين من حمض البيروفيك من تحلل السكر ، يجب تشغيل دورة كريبس مرتين لإكمال عملية الأكسدة (مرة واحدة لكل حمض بيروفيك).

الملخص الأساسي لدورة واحدة من دورة كريبس

نظام نقل الإلكترون

من بين الخطوات الثلاث للتنفس الخلوي الهوائي ، (تحلل السكر ، دورة كريبس ، ونظام نقل الإلكترون) تولد الخلايا أكبر كمية من ATP من نظام نقل الإلكترون (الشكل 6.6). خلال هذا التسلسل التدريجي لتفاعلات الأكسدة والاختزال ، الطاقة من NADH و FADH2 الجزيئات المتولدة في تحلل السكر وتستخدم دورة كريبس لإنتاج ATP. توجد جزيئات إنزيم السيتوكروم المحتوية على الحديد (cyto = cell chrom = color) على أغشية الميتوكوندريا. يتم تمرير (نقل) الإلكترونات الغنية بالطاقة من سيتوكروم إلى آخر ، وتستخدم الطاقة لضخ البروتونات (أيونات الهيدروجين) من أحد جانبي الغشاء إلى الجانب الآخر. والنتيجة هي زيادة تركيز أيونات الهيدروجين على جانب واحد من الغشاء. مع زيادة تركيز أيونات الهيدروجين على جانب واحد ، يتراكم التدرج البروتوني. بسبب هذا التدرج في التركيز ، عندما يتم فتح قناة غشاء ، تتدفق البروتونات عائدة إلى الجانب الذي تم ضخها منه. أثناء مرورها عبر القنوات ، يسرع إنزيم الفوسفوريلاز (مركب ATP ، والمشار إليه أيضًا باسم ATPase) من تكوين جزيء ATP عن طريق ربط الفوسفات بجزيء ADP (الفسفرة). عندما يتم حساب جميع الإلكترونات وأيونات الهيدروجين ، يتم تكوين ما مجموعه 32 ATPs من الإلكترونات والهيدروجين المزالة من جزيء الجلوكوز الأصلي. ثم يتم ربط الهيدروجين بالأكسجين لتكوين الماء.

الشكل 6.6. نظام النقل الإلكتروني: الوصف الأساسي

يُعرف نظام نقل الإلكترون (ETS) أيضًا باسم نظام السيتوكروم. بمساعدة الإنزيمات ، يتم تمرير الإلكترونات عبر سلسلة من تفاعلات تقليل الأكسدة. تُستخدم الطاقة التي تتخلى عنها الإلكترونات في ضخ البروتونات (H +) عبر غشاء في الميتوكوندريا. عندما تتدفق البروتونات مرة أخرى عبر الغشاء ، تسبب الإنزيمات الموجودة في الغشاء تكوين ATP. تتحد البروتونات في النهاية مع الأكسجين الذي اكتسب الإلكترونات وينتج الماء.

الملخص الأساسي لنظام النقل الإلكتروني

تحدث المرحلة الأولى من عملية التنفس الخلوي في السيتوبلازم. تتكون هذه الخطوة الأولى ، المعروفة باسم تحلل السكر ، من التحلل الأنزيمي لجزيء الجلوكوز دون استخدام الأكسجين الجزيئي. نظرًا لعدم الحاجة إلى الأكسجين ، يُطلق على تحلل السكر عملية لا هوائية. يمكن تقسيم مسار تحلل السكر إلى مجموعتين عامتين من التفاعلات. تجعل التفاعلات الأولى جزيء الجلوكوز غير مستقر ، وتستخدم تفاعلات تقليل الأكسدة اللاحقة لتخليق ATP والتقاط الهيدروجين.

نظرًا لأن الجلوكوز هو جزيء مستقر جدًا ولن يتحلل تلقائيًا لإطلاق الطاقة ، يجب إضافة بعض الطاقة إلى جزيء الجلوكوز لبدء تحلل السكر. في تحلل السكر ، يكتسب جزيء الجلوكوز الأولي فوسفاتًا ليصبح جلوكوز 6 فوسفات ، والذي يتحول إلى فركتوز 6 فوسفات. عند إضافة فوسفات ثانٍ ، يكون الفركتوز -1،6-ثنائي الفوسفات (P-C6–P). هذا الجزيء المكون من 6 كربون غير مستقر ويتفكك ليشكل جزيئين من 3 كربون ، جليسيرالديهيد -3 فوسفات.

يكتسب كل جزيء من جزيئي glyceraldehyde-3-phosphate فوسفات ثاني من إمداد الفوسفات الموجود عادة في السيتوبلازم. يحتوي كل جزيء الآن على 2 فوسفات متصلان لتكوين 1،3-بيسفوسفوجليسيرات (P-C3—P). يتبع ذلك سلسلة من التفاعلات ، حيث يتم إطلاق الطاقة عن طريق كسر الروابط الكيميائية التي تحمل الفوسفات إلى 1.3-bisphosphoglycerate. يتم استخدام الطاقة والفوسفات لإنتاج ATP. نظرًا لوجود جزيئين 1.3-bisphosphoglycerate لكل منهما 2 فوسفات ، يتم إنتاج ما مجموعه 4 ATPs. نظرًا لاستخدام 2 ATPs لبدء العملية ، فقد تم الحصول على عائد صافٍ من 2 ATPs. بالإضافة إلى ذلك ، تنفصل 4 ذرات هيدروجين عن الهيكل الكربوني ويتم نقل إلكتروناتها إلى NAD + لتكوين NADH ، الذي ينقل الإلكترونات إلى نظام نقل الإلكترون. تبقى جزيئات حمض البيروفيك المكونة من 3 كربون هي المادة الخام لدورة كريبس. نظرًا لأن تحلل السكر يحدث في السيتوبلازم وتحدث دورة كريبس داخل الميتوكوندريا ، يجب أن يدخل حمض البيروفيك إلى الميتوكوندريا قبل أن يتم تكسيره أكثر (الشكل 6.7).

الشكل 6.7. تحلل السكر: وصف تفصيلي

تحلل السكر هو عملية تحدث في سيتوبلازم الخلايا. لا تتطلب استخدام الأكسجين ، لذا فهي عملية لا هوائية. خلال الخطوات القليلة الأولى ، تتم إضافة الفوسفات من ATP وفي النهاية يتم تقسيم السكر المكون من 6 كربون إلى مركبين من 3 كربون. خلال الخطوات الأخيرة في العملية ، يقبل NAD + الإلكترونات والهيدروجين لتكوين NADH. بالإضافة إلى ذلك ، يتم إنتاج ATP. يتكون اثنان من ATPs لكل جزيء من 3-كربون يتم معالجتها في تحلل السكر. نظرًا لوجود مركبين من 3 كربون ، يتم تكوين ما مجموعه 4 ATPs. ومع ذلك ، نظرًا لاستخدام 2 ATPs لبدء العملية ، هناك ربح صافٍ قدره 2 ATPs. يتم ترك حمض البيروفيك (البيروفات) في نهاية تحلل السكر.

ملخص الوصف التفصيلي لتحلل السكر

تحدث عملية تحلل الجلوكوز في سيتوبلازم الخلية ، حيث يكون الجلوكوز (C6ح12ا6) يدخل في سلسلة من التفاعلات التي:

1. يتطلب استخدام 2 ATPs ،

2. يؤدي في النهاية إلى تكوين 4 ATPs ،

3. النتائج في تكوين 2 NADHs ، و

4. ينتج عن تكوين جزيئين من حمض البيروفيك (CH3كوكوه).

نظرًا لاستخدام جزيئين من ATP لبدء العملية ويتم إنشاء ما مجموعه 4 ATPs ، فإن كل جزيء جلوكوز يخضع لتحلل السكر ينتج عنه صافي عائد 2 ATPs.

بعد دخول البيروفات (حمض البيروفيك) إلى الميتوكوندريون ، يتم تفعيله أولاً بواسطة إنزيم ، جنبًا إلى جنب مع جزيء يُعرف باسم الإنزيم المساعد A (CoA) (الشكل 6.8). ينتج عن هذا ثلاثة منتجات مهمة. تتم إزالة ذرات الهيدروجين ويتم تكوين NADH ، وإزالة الكربون وتشكيل ثاني أكسيد الكربون ، وتشكيل جزء 2-كربون ، والذي يرتبط مؤقتًا بالأنزيم المساعد A لإنتاج أنزيم أسيتيل أ. (هذه التفاعلات اللاحقة لدورة كريبس يحدث في السائل بين أغشية الميتوكوندريا.) يدخل أنزيم الأسيتيل A في سلسلة التفاعلات المعروفة باسم دورة كريبس. خلال دورة كريبس ، يتم تفكيك الأسيتيل- CoA بشكل منهجي. تتم إزالة ذرات الهيدروجين ويتم إطلاق الكربون المتبقي كثاني أكسيد الكربون (التوقعات 6.1).

تتضمن الخطوة الأولى في هذه العملية أسيتيل CoA. يتم نقل جزء الأسيتيل من المركب إلى مركب مكون من 4 كربون يسمى oxaloacetate (حمض oxaloacetic) ويتم تكوين جزيء جديد من 6-carbon citrate (حمض الستريك). يتم تحرير الإنزيم المساعد A للمشاركة في تفاعل آخر مع حمض البيروفيك. يتم تقسيم هذه السترات المتكونة حديثًا في سلسلة من التفاعلات ، والتي تنتج في النهاية oxaloacetate ، والتي تم استخدامها في الخطوة الأولى من الدورة (ومن هنا جاءت أسماء دورة Krebs ، ودورة حامض الستريك ، ودورة حمض الكربوكسيل). المركبات التي تشكلت خلال هذه الدورة تسمى أحماض كيتو.

في هذه العملية ، تتم إزالة الإلكترونات ، وتصبح مع البروتونات مرتبطة بالأنزيمات المساعدة NAD + و FAD. يصبح معظمهم مرتبطًا بـ NAD + لكن البعض يصبح مرتبطًا بـ FAD. بينما تتحرك الجزيئات خلال دورة كريبس ، يتم إطلاق طاقة كافية للسماح بتركيب جزيء ATP واحد لكل أسيتيل CoA يدخل الدورة. يتكون ATP من ADP والفوسفات الموجود بالفعل في الميتوكوندريا. لكل جزيء بيروفات يدخل ميتوكوندريون ويتم معالجته من خلال دورة كريبس ، يتم إطلاق 3 ذرات كربون على شكل 3 جزيئات من ثاني أكسيد الكربون ، ويتم إزالة 5 أزواج من ذرات الهيدروجين وتصبح مرتبطة بـ NAD + أو FAD ، ويتم إنشاء جزيء ATP واحد. عندما تتم معالجة كلا جزيئي البيروفات خلال دورة كريبس ، (1) تم إطلاق جميع الكربون الأصلي من الجلوكوز في الغلاف الجوي على شكل 6 جزيئات من ثاني أكسيد الكربون (2) تم نقل كل الهيدروجين الموجود أصلاً على الجلوكوز إلى أي من NAD تم تكوين + أو FAD لتشكيل NADH أو FADH2 و (3) 2 ATPs من إضافة الفوسفات إلى ADPs (شكل المراجعة 6.8).

الشكل 6.8. دورة كريبس: وصف تفصيلي

تحدث دورة كريبس داخل الميتوكوندريا. يدخل البيروفات إلى الميتوكوندريا من تحلل السكر ويتم تحويله إلى جزء من 2-كربون ، والذي يصبح مرتبطًا بالإنزيم المساعد A إلى acetyl-CoA. بمساعدة CoA ، يتحد جزء 2-carbon (acetyl) مع 4-carbon oxaloacetate لتكوين جزيء 6-carbon citrate. من خلال سلسلة من التفاعلات في دورة كريبس ، تتم إزالة الإلكترونات والتقاطها بواسطة NAD + و FAD لتشكيل NADH و FADH2، والتي سيتم نقلها إلى نظام النقل الإلكتروني. تتم إزالة الكربونات كثاني أكسيد الكربون. يتم إطلاق طاقة كافية بحيث يتم تكوين 1 ATP لكل acetyl-CoA يدخل الدورة.

ملخص الوصف التفصيلي لدورة كريبس حقيقية النواة

تحدث دورة كريبس داخل الميتوكوندريا. لكل جزيء أسيتيل CoA يدخل في دورة كريبس:

1. يتم تحويل الكربونات الثلاثة من البيروفات إلى أسيتيل CoA ويتم إطلاقها كثاني أكسيد الكربون (CO2). شركة واحدة2 يتم إطلاقه بالفعل قبل تكوين أسيتيل CoA.

2. تلتصق خمسة أزواج من الهيدروجين بناقلات الهيدروجين لتصبح 4 NADHs و 1 FADH2. يتم إطلاق أحد NADHs قبل أن يدخل acetyl-CoA في دورة كريبس.

نظام نقل الإلكترون

سلسلة التفاعلات التي يتم فيها نقل الطاقة من الإلكترونات والبروتونات التي يحملها NADH و FADH2 يُعرف باسم نظام نقل الإلكترون (ETS) (الشكل 6.9). هذه هي المرحلة الأخيرة من التنفس الخلوي الهوائي وهي مخصصة لتوليد ATP. التفاعلات التي تشكل نظام نقل الإلكترون هي سلسلة من تفاعلات الأكسدة والاختزال التي يتم فيها تمرير الإلكترونات من جزيء حامل إلكترون إلى آخر حتى يتم قبولها في النهاية بواسطة ذرات الأكسجين. يتحد الأكسجين سالب الشحنة مع أيونات الهيدروجين لتكوين الماء. هذه هي الخطوة التي تجعل العملية هوائية. ضع في اعتبارك أن الطاقة الكامنة تزداد كلما تم دفع الأشياء التي تتعرض لقوة طاردة معًا ، مثل إضافة الفوسفات الثالث إلى جزيء ADP. تزداد الطاقة الكامنة أيضًا عندما يتم فصل الأشياء التي تجذب بعضها البعض ، كما هو الحال في فصل البروتونات عن الإلكترونات.

دعنا الآن نلقي نظرة أكثر تفصيلاً على ما يحدث للإلكترونات والبروتونات التي يتم نقلها إلى أنظمة النقل الإلكتروني بواسطة NADH و FADH2 وكيف تستخدم هذه الأنشطة لإنتاج ATP. تتكون الميتوكوندريا من غشاءين - غشاء خارجي مغلق وغشاء داخلي مطوي. ترتبط تفاعلات ETS بهذا الغشاء الداخلي. يوجد داخل بنية الغشاء العديد من مجمعات الإنزيم ، والتي تؤدي أجزاء معينة من تفاعلات ETS (شكل مراجعة 6.9). يتضمن إنتاج ATPs عمليتين منفصلتين ولكنهما متصلتان. تدخل الإلكترونات التي يحملها NADH تفاعلات في معقد الإنزيم I ، حيث تفقد بعض الطاقة ويتم التقاطها في النهاية بواسطة أنزيم (أنزيم Q). الإلكترونات من FADH2 تدخل معقد الإنزيم II ويتم نقلها أيضًا في النهاية إلى الإنزيم المساعد Q. ينقل الإنزيم المساعد Q الإلكترونات إلى مجمع الإنزيم III. في المعقد الثالث ، تفقد الإلكترونات طاقة إضافية ويتم نقلها إلى السيتوكروم ج ، الذي ينقل الإلكترونات إلى مركب الإنزيم الرابع. في المعقد الرابع ، يتم نقل الإلكترونات في النهاية إلى الأكسجين. نظرًا لأن الإلكترونات تفقد الطاقة في المركب I والمركب III والمعقد IV ، يتم ضخ بروتونات إضافية في الفضاء بين الغشاء. عندما تتدفق هذه البروتونات إلى أسفل تدرج التركيز عبر القنوات في الغشاء ، فإن إنزيمات الفسفوريلاز (ATPase) في الغشاء تكون قادرة على استخدام الطاقة لتوليد ATP.

الشكل 6.9. نظام نقل الإلكترون: وصف تفصيلي

يأتي معظم ATP الناتج عن التنفس الخلوي الهوائي من ETS. NADH و FADH2 إيصال الإلكترونات إلى الإنزيمات المسؤولة عن خدمات الاختبارات التربوية. There are several protein complexes in the inner membrane of the mitochondrion, each of which is responsible for a portion of the reactions that yield ATP. The energy of electrons is given up in small amounts and used to pump protons into the intermembrane space. When these protons flow back through pores in the membrane, ATPase produces ATP. The electrons eventually are transferred to oxygen and the negatively charged oxygen ions accept protons to form water.

A total of 12 pairs of electrons and hydrogens are transported to the ETS from glycolysis and the Krebs cycle for each glucose that enters the process. In eukaryotic organisms, the pairs of electrons can be accounted for as follows: 2 pairs are carried by NADH and were generated during glycolysis outside the mitochondrion, 8 pairs are carried as NADH and were generated within the mitochondrion, and 2 pairs are carried by FADH2 and were generated within the mitochondrion.

• For each of the 8 NADHs generated within the mitochondrion, enough energy is released to produce 3 ATP molecules. Therefore, 24 ATPs are released from these electrons carried by NADH.

• In eukaryotic cells, the electrons released during glycolysis are carried by NADH and converted to 2 FADH2 in order to shuttle them into the mitochondria. Once they are inside the mitochondria, they follow the same pathway as the other 2 FADH2s from the Krebs cycle.

The electrons carried by FADH2 are lower in energy. When these electrons go through the series of oxidation- reduction reactions, they release enough energy to produce a total of 8 ATPs. Therefore, a total of 32 ATPs are produced from the hydrogen electrons that enter the ETS.

Finally, a complete accounting of all the ATPs produced during all three parts of aerobic cellular respiration results in a total of 36 ATPs: 32 from the ETS, 2 from glycolysis, and 2 from the Krebs cycle.

Summary of Detailed Description of the Eukaryotic Electron-Transport System

The electron-transport system takes place within the mitochondrion, where:

1. Oxygen is used up as the oxygen atoms accept hydrogens from NADH and FADH2 forming water (H2س).

2. NAD + and FAD are released, to be used over again.

3. Thirty-two ATPs are produced.

What Happens When You Drink Alcohol

Ethyl alcohol (CH3CH2OH) is a 2-carbon organic compound with a single alcoholic functional group. Because it is soluble in water, it is easily absorbed into the bloodstream. After an alcoholic beverage enters the body, it is spread by the circulatory system rapidly throughout the body and enters the brain. The majority of the alcohol is absorbed from the stomach (20%) and small intestine (80%). The more a person drinks, the higher the blood alcohol level. How fast alcohol is absorbed depends on several factors.

1. Food in the stomach slows absorption.

2. Strenuous physical exercise decreases absorption.

3. Drugs (e.g., nicotine, marijuana, and ginseng) increase absorption.

Ninety percent of ethyl alcohol is oxidized in mitochondria to acetate (CH3CH2OH + NAD + → CH3CHO + NADH). The acetate is then converted to acetyl-CoA that enters the Krebs cycle where ATP is produced. Alcohol is high in calories (1g = 7,000 calories, or 7 food calories). A standard glass of wine has about 15 g of alcohol and about 100 kilocalories. The 10% not metabolized is eliminated in sweat or urine, or given off in breath. It takes the liver one hour to deal with one unit of alcohol. A unit of alcohol is:

• 250 ml (1/2 pint) of ordinary strength beer/lager.

• One glass (125 ml/4 fl oz) of wine.

• 47 ml/1.5 oz of sherry/vermouth.

If alcohol is consumed at a rate faster than the liver can break it down, the blood alcohol level rises. This causes an initial feeling of warmth and light-headedness. However, alcohol is a depressant, that is, it decreases the activity of the nervous system. At first, it may inhibit circuits in the brain that normally inhibit a person's actions. This usually results in a person becoming more talkative and active—uninhibited. However, as the alcohol's effect continues, other changes can take place. These include increased aggression, loss of memory, and loss of motor control.

Long-term, excessive use of alcohol can cause damage to the liver, resulting in the development of a fatty liver, alcoholic hepatitis, and alcoholic cirrhosis. It can also interfere with the kidneys' regulation of water, sodium, potassium, calcium, and phosphate and with the kidney's ability to maintain a proper acid-base balance, and produce hormones. It also causes low blood sugar levels, dehydration, high blood pressure, strokes, heart disease, birth defects, osteoporosis, and certain cancers.

Drinking alcohol in moderation does have some health benefits if the beverage contains antioxidants (for example, red wines and dark beers). The antioxidants in red wine (polyphenols) appear to counteract the negative effect of chemicals called free radicals released during metabolism. Free radicals are known to destroy cell components and cause mutations, damage which can lead to heart disease and cancers. Antioxidants protect against this kind of harm by capturing free radicals.

6. For glycolysis, the Krebs cycle, and the electron- transport system, list two molecules that enter and two that leave each pathway.

7. How is each of the following involved in aerobic cellular respiration: NAD + , pyruvic acid, oxygen, and ATP?

If you are the copyright holder of any material contained on our site and intend to remove it, please contact our site administrator for approval.


خلفية

A major task of synthetic biology is the provision of standardized elements for rapid assembly of predictable recombinant gene expression cassettes [1, 2]. These elements include vectors, selection markers, and most importantly collections of regulatory elements like promoters, transcription terminators, secretory leaders and other signal sequences. Ideally, collections of these parts are cataloged in standardized, easy to assemble formats like BioBrick [3]. Promoters are indispensable parts for synthetic biology approaches [4] and are needed for different expression strength in order to balance the expression levels in a synthetic pathway [5]. There are a plethora of studies which characterize, e.g. constitutive promoters of different strength for الإشريكية القولونية [6], Aspergillus niger [7] or بيتشيا باستوريس [8]. Depending on the application it might be necessary to tightly control the promoter activity. Especially regulated promoters are often strictly host specific, so that they need to be identified, characterized and standardized for the host species of interest, as shown e.g. ل بكتريا قولونية [9].

Methanol regulated promoters

Methylotrophic yeasts such as P. باستوريس (syn. Komagataella sp.) have gained great interest as production hosts for recombinant proteins [10] and more recently also as platform for metabolite production [2]. Both applications require promoter collections of different strength for metabolic and cell engineering to enable and enhance productivity. Promoter libraries were developed based on mutating transcription factor binding sites [11], or by random mutagenesis [8]. Strong constitutive and regulated promoters were identified by transcriptomics studies [12, 13]. Delic et al. [14] described a collection of native regulated promoters of different strength with the main aim of providing repressible promoters for gene knockdown studies. Synthetic core promoters represent a source for transcriptional initiators at different strength, however with the loss of regulatory features [1, 15].

A specific feature of methylotrophic yeasts is the carbon source dependent regulation of the genes involved in methanol metabolism. Recently we have redefined the methanol assimilation pathway of P. باستوريس [16], a finding that was initially based on the identification of all genes that are upregulated on methanol as a substrate. These include hitherto unknown genes, controlled by promoters of a wide range of expression strength on methanol (Table 1). Beside different expression levels upon induction by methanol, these promoters feature a wide variety of induction degrees, defined as the ratio of expression levels in the induced state (presence of methanol) vs. the non-induced state (cells grown on glucose or glycerol). Some of these promoters are even deregulated on substrate limit without addition of methanol, illustrating a variety of regulation patterns which can be summarized by correlating the genes according to the similarity of their regulatory behavior in a plethora of different growth conditions, such as different carbon sources [17] or different growth rates, featuring different degrees of substrate limitation [18]. Thus they are allowing controllable expression of genes depending on the needs or growth conditions of the host cells.


Methanogenesis coupled to the Wood–Ljungdahl pathway is one of the most ancient metabolisms for energy generation and carbon fixation in the Archaea. Recent results are sensibly changing our view on the diversity of methane-cycling capabilities in this Domain of Life. The availability of genomic sequences from uncharted branches of the archaeal tree has highlighted the existence of novel methanogenic lineages phylogenetically distant to previously known ones, such as the Methanomassiliicoccales. At the same time, phylogenomic analyses have suggested a methanogenic ancestor for all Archaea, implying multiple independent losses of this metabolism during archaeal diversification. This prediction has been strengthened by the report of genes involved in methane cycling in members of the Bathyarchaeota (a lineage belonging to the TACK clade), representing the first indication of the presence of methanogenesis outside of the Euryarchaeota. In light of these new data, we discuss how the association between methanogenesis and the Wood–Ljungdahl pathway appears to be much more flexible than previously thought, and might provide information on the processes that led to loss of this metabolism in many archaeal lineages. The combination of environmental microbiology, experimental characterization and phylogenomics opens up exciting avenues of research to unravel the diversity and evolutionary history of fundamental metabolic pathways.

The Wood–Ljungdahl (WL) pathway is one of the most important metabolisms for energy generation and carbon fixation ( Berg 2011 ). Although its overall scheme is conserved in Archaea and Bacteria, only the carbonyl branch (CBWL) shares homology, whereas the archaeal and bacterial methyl branches (MBWL) involve different C1-carriers, cofactors, electron transporters, and enzymes ( Fuchs 2011 ). Other than carbon fixation, the WL pathway can act in reverse to produce reducing power from the oxidation of organic compounds during organo-heterotrophic growth ( Vorholt et al. 1995 Schauder et al. 1988 Hattori et al. 2005 ). When using the WL pathway for energy generation and carbon fixation, most bacteria produce acetate as an end product (acetogens) whereas most archaea produce methane (CO 2 -reducing methanogens). The WL pathway has, therefore, been traditionally linked to methanogenesis in the Archaea. Until recently, all known methanogens were known to fall into two classes (Class I and Class II), both belonging to the Euryarchaeota ( fig. 1أ ). Irrespective of the type of methanogenesis performed (CO 2 -reducing, acetoclasic, and methylotrophic), the representatives of these two classes have been consistently found to share a common set of enzymes for methanogenesis:

The Methyl-Branch of the archaeal type WL pathway (MBWL).

The N 5 -Methyltetrahydromethanopterin: coenzyme M methyltransferase complex (MTR).

The methyl-coenzyme M reductase complex (MCR).

Schematic views of the archaeal phylogeny including complete genomes available before 2012 (A) and currently (B), based on the literature (see text for details). Fast evolving DPANN lineages are not included as their position is unclear. Red arrows indicate the inferred origin of methanogenesis, with further divergence leading to lineages that retained this metabolism based on experimental characterization or the presence of MCR homologues (in red). Colored circles indicate the type of known and predicted pathways in representatives of the lineages according to the descriptive panel.

Schematic views of the archaeal phylogeny including complete genomes available before 2012 (A) and currently (B), based on the literature (see text for details). Fast evolving DPANN lineages are not included as their position is unclear. Red arrows indicate the inferred origin of methanogenesis, with further divergence leading to lineages that retained this metabolism based on experimental characterization or the presence of MCR homologues (in red). Colored circles indicate the type of known and predicted pathways in representatives of the lineages according to the descriptive panel.

In the case of growth on CO 2 and H 2 , performed by most Class I and II methanogens (CO 2 -reducing methanogenesis) ( fig. 2أ ), CO 2 is sequentially reduced through the MBWL pathway to a methyl-group in a process that requires a reduced low potential ferredoxin (Fd أحمر 2− ) for CO 2 activation. The MTR complex then couples the energetically favorable transfer of a methyl-group from terahydromethanopterin (H 4 MPT) to coenzyme M (CoM-SH) with the translocation of sodium outside the cytoplasmic membrane, generating an ion motive force exploitable by an ATP synthase for energy conservation. The MCR complex then catalyzes the formation of CH 4 and CoM–S–S–CoB (also called heterodisulfide) from CoM–S–CH 3 and HS–CoB. In methanogens without cytochromes, a recently described mechanism, called the flavin-based electron bifurcation ( Kaster et al. 2011 ), takes place within the cytoplasmic heterodisulfide reductase (HdrABC)/F 420 -non reducing hydrogenase (MvhADG) complex (referred to as Hdr/Mvh hereafter) to couple the exergonic reduction of heterodisulfide by H 2 to the endergonic reduction of a low potential ferredoxin by H 2 ( fig. 2أ ). This Fd أحمر 2− is reoxidized at the first step of the MBWL pathway for CO 2 reduction. A membrane bound hydrogenase exploits the chemiosmotic gradient generated during methanogensis to produce additional Fd أحمر 2− needed for CO 2 fixation by the WL pathway ( Kaster et al. 2011 ). It should be noted that a certain variability exists around this scheme. For example, within the MBWL pathway the same step can be carried out by different enzymes (e.g., Mtd/Hmd) ( Afting et al. 2000 ). Moreover, the MBWL pathway and the MTR complex are used in reverse during methylotrophic methanogenesis in Methanosarcinales ( Keltjens and Vogels 1993 ) and are not involved for methanogenesis by reduction of methyl-compounds with H 2 ( Fricke et al. 2006 Welander and Metcalf 2008 ).

Different configurations for the associated or independent functioning of the archaeal version of the Wood-Ljungdahl (WL) pathway and methanogenesis. Missing enzymatic complexes and related reactions are shaded in gray. (A) CO 2 -reducing methanogenesis as present in Class I and Class II methanogens without cytochromes. (B) Methanogenesis by reduction of methyl-compounds using H 2 as present in Methanomassiliicoccales. (C) Methanogenesis by reduction of methyl-compounds using H 2 as inferred in Bathyarchaeota BA1, and potential link with the WL pathway in absence of MTR. (D) Carbon fixation using the archaeal WL pathway in absence of methanogenesis, and proposal of a mechanism to generate low potential ferredoxin (Fd أحمر 2− ) during sulphate reduction in the case of Archaeoglobales. Carbon fluxes originating from CO 2 or methyl-compounds are shown by red arrows, and carbon fluxes from other sources by blue arrows. Green arrows indicate electron transfers associated with ferredoxins reduction or oxidation. The dotted green arrows in (B) and (C) integrate the electron bifurcation process leading to the generation of an Fd أحمر 2− by the Hdr/Mvh complex as described in (A). The reduction of heterodisulfide by Fd أحمر 2− in (B) and the reduction of 2H + by Fd أحمر 2− in (C) that are coupled to proton translocation across the membrane are not shown. Abbreviations are as follows: MBWL, methyl-branch of the WL pathway CBWL, carbonyl-branch of the WL pathway MTR, N 5 -methyltetrahydromethanopterin: coenzyme M methyltransferase complex MCR, methyl-coenzyme M reductase complex Hdr, cytoplasmic heterodisulfide reductase complex Mvh, F420-non-reducing hydrogenase complex Hdl, cytoplasmic heterodisulfide reductase-like complex Ech, Energy converting hydrogenase complex Fpo, truncated F 420 ح 2 hydrogenase H 4 MPT, tetrahydromethanopterin CoM–S–H, coenzyme M CoB–S–H, coenzyme B CoM–S–S–CoB, heterodisulfide Fd/Fd أحمر 2− , oxidized/reduced low potential ferredoxin R-CH 3 , methylated compound such as methanol or methylamines DsrC>S, DsrC trisulfide.

Different configurations for the associated or independent functioning of the archaeal version of the Wood-Ljungdahl (WL) pathway and methanogenesis. Missing enzymatic complexes and related reactions are shaded in gray. (A) CO 2 -reducing methanogenesis as present in Class I and Class II methanogens without cytochromes. (B) Methanogenesis by reduction of methyl-compounds using H 2 as present in Methanomassiliicoccales. (C) Methanogenesis by reduction of methyl-compounds using H 2 as inferred in Bathyarchaeota BA1, and potential link with the WL pathway in absence of MTR. (D) Carbon fixation using the archaeal WL pathway in absence of methanogenesis, and proposal of a mechanism to generate low potential ferredoxin (Fd أحمر 2− ) during sulphate reduction in the case of Archaeoglobales. Carbon fluxes originating from CO 2 or methyl-compounds are shown by red arrows, and carbon fluxes from other sources by blue arrows. Green arrows indicate electron transfers associated with ferredoxins reduction or oxidation. The dotted green arrows in (B) and (C) integrate the electron bifurcation process leading to the generation of an Fd أحمر 2− by the Hdr/Mvh complex as described in (A). The reduction of heterodisulfide by Fd أحمر 2− in (B) and the reduction of 2H + by Fd أحمر 2− in (C) that are coupled to proton translocation across the membrane are not shown. Abbreviations are as follows: MBWL, methyl-branch of the WL pathway CBWL, carbonyl-branch of the WL pathway MTR, N 5 -methyltetrahydromethanopterin: coenzyme M methyltransferase complex MCR, methyl-coenzyme M reductase complex Hdr, cytoplasmic heterodisulfide reductase complex Mvh, F420-non-reducing hydrogenase complex Hdl, cytoplasmic heterodisulfide reductase-like complex Ech, Energy converting hydrogenase complex Fpo, truncated F 420 ح 2 hydrogenase H 4 MPT, tetrahydromethanopterin CoM–S–H, coenzyme M CoB–S–H, coenzyme B CoM–S–S–CoB, heterodisulfide Fd/Fd أحمر 2− , oxidized/reduced low potential ferredoxin R-CH 3 , methylated compound such as methanol or methylamines DsrC>S, DsrC trisulfide.

Given the complexity and importance of the methanogenesis pathway, its origin and evolution are key questions. Early phylogenetic analyses showed no evidence for horizontal gene transfer of CO 2 -reducing methanogenesis among methanogens, suggesting a single origin in Euryarchaeota, after the divergence of Thermococcales ( Bapteste et al. 2005 ) ( fig. 1أ ). A corollary to such unique origin of methanogenesis was that most present-day non-methanogen lineages within the Euryarchaeota would have lost the capacity to gain energy from this metabolism ( Brochier et al. 2004 ). Methanogenic and non-methanogenic archaea form clearly distinct lineages (at least at the level of orders), suggesting that such losses would have been ancient and relatively rare events ( fig. 1أ ). This is notably reflected by the much more important deepness of taxonomic conservation of methanogenesis when compared with other metabolisms ( Martiny et al. 2013 ). In fact, there has been so far no evidence of loss of methanogenesis at small taxonomic scale in Class I and II methanogens. This may be due to the fact that methanogens are not capable to obtain energy from another metabolism, probably a necessary intermediate step toward methanogenesis loss. These aspects distinguish methanogenesis from most other energetic metabolisms that are generally less exclusive within a given clade and more easily transferable. Shifting away from methane-metabolism could take very different directions. For example, Halobacteriales have lost both MTR and MCR complexes as well as the MBWL pathway, and have adapted to radically different conditions (e.g., aerobic environments), helped by an important contribution of lateral gene transfer from Bacteria throughout their evolution ( Nelson-Sathi et al. 2012 Becker et al. 2014 ). In contrast, Archaeoglobales have retained some or all enzymes of the archaeal WL pathway, remnant of their ancestral methane-cycling lifestyle ( Vorholt et al. 1995 Bapteste et al. 2005 ).

With the exception of Archaeoglobales, the archaeal WL pathway has long been thought to be associated to methanogenesis only, and thus specifically linked to the MTR and MCR complexes. This view has been widely altered over the last 3 years, as genomic data from previously poorly characterized archaeal lineages have become available ( fig. 1ب ). A first unconventional case showed up with the discovery of a seventh order of methanogens, the Methanomassiliicoccales, phylogenetically unrelated to Class I or Class II methanogens, but rather belonging to the recently proposed superclass Diaforarchaea ( Borrel et al. 2013 Petitjean et al. 2015 ) ( fig. 1ب ). Methanomassiliicoccales are distinguished from all previously known methanogens by the complete lack of the archaeal MBWL pathway and the MTR complex ( fig. 2ب ) ( Borrel et al. 2013 , 2014 Lang et al. 2015 Söllinger et al. 2016 ). For methanogenesis, they use methyltransferases and corrinoid proteins allowing the transfer of methyl-groups from methanol, methylated-amines, and dimethyl sulfide to HS-CoM ( fig. 2ب ). As the archaeal MBWL pathway and MTR complex are missing, methanogenesis in Methanomassiliicoccales is restricted to the reduction of methyl-compounds with H 2 , validated by physiological characterization ( Dridi et al. 2012 Brugère et al. 2014 Lang et al. 2015 ). As in Class I and II methanogens without cytochromes, here Fd أحمر 2− are also likely generated by the Hdr/Mvh complex through flavin-based electron bifurcation ( Borrel et al. 2014 ). Energy conservation potentially involves an additional coupling between ferredoxin and heterodisulfide, where the Fd أحمر 2− generated by Hdr/Mvh reduces a second heterodisulfide ( Borrel et al. 2014 Lang et al. 2015 Kröninger et al. 2016 ). This reaction is likely operated by the association of a truncated F 420 ح 2 hydrogenase (Fpo) and a second heterodisulfide reductase (HdrD), and is coupled to the generation of a chemiosmotic gradient ( fig. 2ب ) exploitable by an ATP synthase ( Lang et al. 2015 Kröninger et al. 2016 ). This process represents, a novel way for coupling methanogenesis to energy conservation.

In parallel with the growing availability of genomic data from an ever-wider spectrum of archaeal diversity, large-scale phylogenomic analyses are sensibly changing our view on the early evolution of the third Domain of Life. For example, a recent analysis has proposed a novel root for the archaeal tree lying within the Euryarchaeota ( Raymann et al. 2015 fig. 1ب ). According to this novel topology, the first divergence in archaeal diversification would have separated two clusters, one containing Methanococcales, Thermococcales, and the TACK clade, and the other containing all other Euryarchaeota ( fig. 2ب ). Because both clusters contain methanogenic lineages, this result suggests that the last common ancestor of Archaea was a methanogen, pushing further back in time the origin of this important metabolism, in agreement with its antiquity ( Liu et al. 2012 ). This also implies even more losses of methanogenesis than currently assumed. Moreover, the hypothesis of a methanogenic ancestor for a cluster that also includes the TACK opened up the possibility for the existence of additional lineages capable of methane metabolism in this clade and related lineages.

This prediction has been met by the recent report of the presence of methane metabolism in the Bathyarchaeota (formerly known as Miscellaneous Crenarchaeota Group) ( Evans et al. 2015 fig. 1ب ). This diversified phylum is associated with the TACK and is composed of versatile archaea that can gain energy at least from fermentation, as inferred by the analysis of the first available genomes from uncultured members ( Lloyd et al. 2013 Evans et al. 2015 Sara Lazar et al. 2015 He et al. 2016 ). Stunningly, among those genomes, two (BA1 and BA2) contain genes encoding the MCR complex, and, therefore, likely represent the first methane-cycling archaea not affiliated with Euryarchaeota ( Evans et al. 2015 ). Moreover, in unrooted phylogenies of MCR subunits, Bathyarchaeota sequences are very divergent with respect to Euryarchaeota sequences, suggesting vertical inheritance of these genes in BA1 and BA2, strengthening an ancient origin of methanogenesis ( Evans et al. 2015 ). This suggests even more independent losses of methanogenesis during archaeal evolution ( fig. 1ب ).

By which mechanisms methanogenesis could be lost is unknown, but it should involve a transitory state where energy is also gained by an alternative energetic metabolism. In this regard, BA1 and BA2 are exceptionally valuable as they represent the only archaea that likely handle both methane metabolism and an alternative energetic metabolism (i.e., fermentation). If fermentation processes are fully independent from methanogenic ones, BA1 and BA2 could be much closer to lose methanogenesis than any other known methanogen. Interestingly, recently sequenced SG8-32-3 and AD8-1 genomes share 87–89% sequence identity with BA1 and BA2 based on 16S rRNA, but lack MCR and MTR gene homologues, implying that they are not capable of obtaining energy through methanogenesis ( Sara Lazar et al. 2015 ). A variable presence of methane-metabolism at such shallow phylogenetic distance has never been observed previously.

Analysis of the BA1 and BA2 draft genomes (91.6% and 93.8% completeness, respectively) allowed to infer their potential methane-related metabolic capabilities ( Evans et al. 2015 ). Because of the lack of the MTR complex in both genomes, along with the presence of sequences with homology to corrinoid proteins, MtaA/MtbA methyltransferases and novel methyltransferases, it was proposed that methanogenesis in these Bathyarchaeota could occur via reduction of methyl compounds by H 2 , similar to Methanomassiliicoccales ( Evans et al. 2015 ). Interestingly, the analysis of BA1 revealed yet another variation on the theme of methanogenesis and the archaeal WL pathway. In fact, BA1 harbors both the WL pathway and the MCR complex, without the MTR complex that links the two in Class I and Class II methanogens ( fig. 2ج Evans et al. 2015 ). For energy conservation, an Hdr/Mvh complex could produce Fd أحمر 2− through flavin-based electron bifurcation, as described in other methanogens, and an energy-converting hydrogenase (Ech) could reduce protons with those Fd أحمر 2− to generate a chemiosmotic gradient. However, no evidence for the presence of an ATP synthase that could exploit this gradient was found in BA1 and BA2 genomes or in their source metagenomes ( Evans et al. 2015 ). Therefore, an alternative hypothesis may be proposed, where the Fd أحمر 2− generated by methanogenesis from H 2 -dependent reduction of methyl compounds might be used for CO 2 reduction in the archaeal WL pathway ( fig. 2ج ). The produced acetyl-CoA could be both integrated into biomass and converted into acetate for ATP generation ( fig. 2ج ). In other words, the reducing power produced by methanogenesis from H 2 -dependent reduction of methyl compounds would be used in reductive acetogenesis for carbon fixation and energy conservation.

Might this hypothetical alternative coupling of methanogenesis and the archaeal WL pathway be more fragile than the one that has a connection through the MTR complex? And would this make it easier to replace methanogenesis by another source of reducing power for the archaeal WL pathway? Alternative energetic coupling for carbon fixation with the archaeal WL pathway has long been restricted to Archaeoglobales ( fig. 2د ). This case might be no longer unique as the presence of the archaeal WL pathway in the absence of MCR and MTR complexes has now been reported from an increasing number of archaeal lineages ( fig. 1ب ), within the Bathyarchaeota ( Sara Lazar et al. 2015 He et al. 2016 ), the Altiarchaeales ( Probst et al. 2014 ), the Hadesarchaea/MSBL-1 (Baker et al. 2016 Mwirichia et al. 2016), the Lokiarchaeota ( Sousa et al. 2016 ), and the Thorarchaeota ( Seitz et al. 2016 ). As suggested for Archaeoglobales, the presence of the archaeal WL pathway in these lineages might be the remnant of a previous association with methanogenesis. The studies describing these novel archaea have discussed the direction of the WL pathway (CO 2- reduction to acetyl-CoA or oxidation of acetyl-CoA to CO 2 ). However, mechanisms to generate low potential reduced ferredoxin for CO 2 -reduction by the archaeal WL pathway in the absence of methanogenesis remain to be elucidated. It was shown that during sulfate reduction, Archaeoglobus fulgidus generates two disulfide bonds on the DsrC protein (forming a DsrC trisulfide) that are reduced by a membrane bound heterodisulfide reductase-like enzyme for energy conservation ( Santos et al. 2015 ). Interestingly, Archaeoglobales representatives also possess a cytoplasmic complex very similar to the Hdr/Mvh complex present in methanogens ( Mander et al. 2004 ). The hypothesis could thus be made that the Fd red 2 − required for carbon fixation might be generated through an electron bifurcation mechanism akin to the process taking place in methanogens, with DsrC trisulfide replacing CoM–S–S–CoB ( fig. 2د ). In the other lineages of non-methanogens bearing the archaeal WL pathway ( fig. 1ب ), homologues of HdrABC and sometimes MvhADG/FrhAB/Hyd hydrogenases have been identified and might be involved in the processes of Fd red 2 − generation, with potentially new types of energetic coupling that remain to be fully explored. Alternatively, the archaeal WL pathway might also be used in reverse in these novel archaeal lineages to produce reducing power from the oxidation of organic compounds, as observed in Archaeoglobales growing organo-heterotrophically ( Klenk et al. 1997 ).

The classical association of methanogenesis with the archaeal WL pathway appears to be less and less the rule (e.g., MCR without WL/MTR and WL without MTR/MCR), and potentially more flexible than previously thought. First, the larger phylogenetic distribution of methanogens without WL/MTR underlines the increasing importance of methanogenesis based on the reduction of methyl compounds by H 2 , whose environmental relevance might have been underestimated, as well as its potential antiquity. This is further strengthened by the recent report of this metabolic conformation in a proposed novel class of methanogens named “ Candidatus Methanofastidiosa” (formerly known as WSA2) ( Nobu et al. 2016 ). Second, among the growing number of archaeal lineages that harbor the WL pathway in the absence of MTR and MCR complexes, it might be wondered whether Fd red 2 − generation processes alternative to the ones driven by methanogenesis represent recent adaptations, or if some of them might have been already present early in evolution.

Future genomic and metabolic exploration of still uncharacterized archaeal lineages, notably those with potential for methane metabolism ( Lever & Teske 2015 Lloyd 2015 Lever 2016 ), promises exciting information on the diversity and evolution of methanogenesis, its connection with the WL pathway, and its loss through different mechanisms and transitory states linked to alternative ways for energy conservation.


شاهد الفيديو: Метиловый спирт. Осторожно! Мифы и реальность. (يونيو 2022).


تعليقات:

  1. Balkis

    أؤكد. انا اربط كلامي بالكل.

  2. Maslin

    وأنا أتفق مع كل ما سبق.

  3. Ashvin

    في مكانك ، كنت سأطلب المساعدة من مستخدمي هذا المنتدى.

  4. Moll

    عبارة جيدة جدًا

  5. Cheval

    رسالة رائعة ومفيدة



اكتب رسالة